ArchivDeutsches Ärzteblatt25/2019Toxoplasmose in Deutschland

MEDIZIN: cme

Toxoplasmose in Deutschland

Epidemiologie, Diagnostik, Risikofaktoren und Therapie

Toxoplasmosis in Germany—epidemiology, diagnosis, risk factors, and treatment

Dtsch Arztebl Int 2019; 116(25): 435-44; DOI: 10.3238/arztebl.2019.0435

Pleyer, Uwe; Groß, Uwe; Schlüter, Dirk; Wilking, Hendrik; Seeber, Frank

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Hintergrund: Mit etwa 30 % Infizierten weltweit ist Toxoplasma gondii einer der am weitesten verbreiteten human- und tierpathogenen Parasiten und stellt in vielen Ländern ein relevantes gesundheitsökonomisches Problem dar.

Methoden: Selektive Literaturrecherche in Medline und Google Scholar unter Berücksichtigung von Einzelstudien, Metaanalysen und Cochrane Reviews.

Ergebnisse: Aktuelle Daten belegen eine hohe altersabhängige Durchseuchung mit Toxoplasma gondii in Deutschland von 20–77 % (Altersgruppe 18–29 Jahre, 95-%-KonfidenzintervaIl: [17,0; 23,1]; 70–79 Jahre: [72,7; 80,5]). Männliches Geschlecht, Katzenhaltung und ein Body-Mass-Index (BMI) ≥ 30 sind unabhängige Risikofaktoren für die Serokonversion. Es dominiert die postnatal erworbene (lebensmittelbedingte) Infektion, jedoch bleibt die materno-fetale Übertragung ein wichtiger Übertragungsweg. Während die meisten Infektionen asymptomatisch verlaufen, verursachen die kongenitale Toxoplasmose und die reaktivierte Toxoplasma-Encephalitis bei Immunsupprimierten (unter anderem Transplantatempfängern) eine erhebliche Morbidität. Die T.-gondii-Infektion der Retina ist in Deutschland die häufigste Ursache einer infektiösen Uveitis. Diagnostik und Behandlung der Parasitose sind durch die spezifische Organmanifestation geprägt.

Schlussfolgerungen: Die Entwicklung einer effektiven Therapie des Zystenstadiums sowie von Biomarkern, die zur Bewertung des Reaktivierungsrisikos und als Verlaufsprädiktoren dienen können, sind wünschenswert.

LNSLNS

Toxoplasma gondii ist ein äußerst „erfolgreicher“ protozooischer Parasit, der etwa ein Drittel der Weltbevölkerung befällt (1). Die Welt­gesund­heits­organi­sation (WHO) schätzt, dass in Europa 20 % der Krankheitslast der durch Lebensmittel übertragenen Erkrankungen durch Infektionen mit T. gondii bedingt sind (2). Der Einzeller weist einen komplexen Lebenszyklus auf. Als orale Hauptinfektionsquelle für den Menschen gilt der Verzehr oder die Handhabung von unzureichend erhitztem oder rohem, Gewebezysten (Bradyzoiten) enthaltendem Fleisch sowie mit Oozysten („Sporen, Eizellen“) kontaminiertes Obst, Gemüse oder Wasser (3) (Grafik 1). Diese zoonotischen Infektionswege sind wegen des Risikos einer materno-fetalen Übertragung von besonderer Bedeutung bei Primärinfektion während der Schwangerschaft (4). Neben der kongenitalen Toxoplasmose stellen die reaktivierte Toxoplasma-Encephalitis bei Immunsupprimierten (zum Beispiel bei AIDS-Patienten oder schwerer Immunsuppression nach Stammzell- oder Organtransplantation) sowie die okuläre Toxoplasmose klinisch bedeutsame Krankheitsmanifestationen dar (Grafik 1). Werden DALY“ („disability-adjusted life years“) pro Fall als Maß für die Schwere der Krankheit zugrunde gelegt, liegt die kongenitale Toxoplasmose in Europa mit 2,42 [95-%-Konfidenzintervall (KI): 1,92; 3,05] auf dem gleichen Niveau wie die Hepatitis B mit 2,79 [1,46; 4,45] und die invasiver Pneumokokkeninfektion (2,74 [2,71; 2,77]) und vor der Tetanusinfektion (2,02 [1,91; 2,15]) (e1). Toxoplasmose hat laut WHO eine hohe Relevanz für die öffentliche Gesundheit (4, e2). Im Rahmen einer Studie zur Gesundheit Erwachsener in Deutschland (DEGS1) hat das Robert Koch-Institut 2016 erstmals die T.-gondii-Seroprävalenz bei Erwachsenen in Deutschland erhoben (5), diese betrug 49,1 %.

Die vorliegende Arbeit basiert auf Literaturrecherchen zu den Stichworten: „diagnosis, encephalitis, epidemiology, pregnancy, seroprevalence, therapy, toxoplasmosis, uveitis“.

Lernziele

Die Leser sollen nach Lektüre dieses Beitrags:

  • Die Infektionswege, Epidemiologie und Risiken der Parasitose kennen
  • einen Überblick über Klinik, Organmanifestation und Folgen der Infektion erlangt haben.
  • die präventiven Ansätze und therapeutischen Optionen bei T.-gondii-Infektion nachvollziehen können.

Epidemiologie

Menschen in Deutschland infizieren sich vermutlich insbesondere durch den Verzehr von Schweinefleisch in Rohwurst oder Mett mit T. gondii (5). Ausbrüche durch kontaminiertes Trink- oder Oberflächenwasser wurden für Deutschland bisher nicht beschrieben (e4, e5). Oozysten konnten auch in Luftproben nachgewiesen werden, sodass eine Infektionen über die Atemwege nicht ausgeschlossen werden kann (e6). Der Einfluss von Ernährungsgewohnheiten und Lebensmittelhygiene spiegelt sich unter anderem in aktuellen infektionsepidemiologischen Daten und Serosurveys zur Infektionshäufigkeit wider. Sie sind ein wichtiges Surrogat, um Informationen zur Erkrankungshäufigkeit zu gewinnen. Die Serokonversion variiert in Europa beträchtlich, von 7–10 % (Norwegen und Großbritannien) bis zu 44 % und 50 % (Frankreich beziehungsweise Deutschland) (5, e7). Die T.-gondii-IgG-Seroprävalenz bei Erwachsenen (18–79 Jahre) in Deutschland beträgt fast 50 %, mit einem nahezu linearen Anstieg (1 %/Jahr) von etwa 20 % bei jungen Erwachsenen (18–29 Jahre) auf 77 % bei Senioren (70–79 Jahre) (5). Männer, katzenhaltende sowie adipöse Menschen (BMI ≥ 30) waren häufiger seropositiv. Als präventive Faktoren wurden vegetarische Ernährung und hoher sozioökonomischer Status gefunden.

Werden diesen Daten Modellierungen zugrunde gelegt, sind jährlich etwa 6 390 Infektionen während der Schwangerschaft und dadurch 345 Neugeborene mit klinischen Symptomen zu erwarten (5). Dies übertrifft bei Weitem die jährlich dem Robert Koch-Institut gemeldeten Kinder mit kongenitaler Toxoplasmose (638), was durch starke Untererfassung und/oder nicht entdeckte infizierte Aborte erklärt werden kann. Gleichzeitig bestätigen diese Zahlen die Relevanz für die öffentliche Gesundheit der Zoonose (4) (Grafik 2).

Vergleich der Bundesland-spezifischen T. gondii-Seroprävalenz und der kumulativen T.-gondii-assoziierten Diagnosedaten
Vergleich der Bundesland-spezifischen T. gondii-Seroprävalenz und der kumulativen T.-gondii-assoziierten Diagnosedaten
Grafik 2
Vergleich der Bundesland-spezifischen T. gondii-Seroprävalenz und der kumulativen T.-gondii-assoziierten Diagnosedaten

Pathogenese und Pathologie

Der komplexe Lebenszyklus, Variabilität der T.-gondii-Stämme und Immunadaptation des Erregers bestimmen wesentlich Pathogenese und klinischen Verlauf (Grafik 1) (3). Nach oraler Aufnahme des Erregers führt die intestinale Infektion von Makrophagen und dendritischen Zellen zur hämatogenen Aussaat und befällt vor allem neuronales (Gehirn, Auge) und lymphatisches Gewebe, Herz und Lunge. Bei akuter Infektion können aufgrund der Lyse infizierter Wirtszellen extrazelluläre Tachyzoiten (das entspricht einem Entwicklungsstadium des Parasiten, in dem es zu einer akuten, raschen Replikation kommt) im Blut ebenfalls zur Infektion der Organe, aber auch der Plazenta führen.

Vereinfachter Infektionszyklus von T. gondii.
Vereinfachter Infektionszyklus von T. gondii.
Grafik 1
Vereinfachter Infektionszyklus von T. gondii.

Suszeptibilität und Schweregrad klinischer Manifestationen unterliegen der Wechselwirkung von erreger- und wirtsspezifischen Faktoren und stehen im Mittelpunkt aktueller Forschung (eTabelle 1). In Europa und Nordamerika erfolgen etwa 70–80 % der Infektionen mit dem Genotyp II, der relativ avirulent ist und zum Beispiel bei okulärer Toxoplasmose einen eher chronisch rezidivierenden Verlauf verursacht. Demgegenüber ist vor allem in Südamerika die genetische Vielfalt von T. gondii größer, und Infektionen erfolgen zusätzlich mit Typ I, III und „atypischen“ (rekombinanten) Genotypen. Der klinisch schwierigere und oft fulminante Verlauf wird auf eine schnellere Replikation, extrazelluläre Migration des Erregers und verminderte Differenzierung hin zu Bradyzoiten zurückgeführt (7, e10).

Das Immunsystem spielt eine wichtige Rolle für die Suszeptibilität und den klinischen Verlauf der Toxoplasmose (eGrafik). Während zelluläre Immunmechanismen den Erreger in infizierten Zellen kontrollieren, tragen T.-gondii-spezifische Antikörper zur Neutralisation extrazellulärer Tachyzoiten bei, was bei Frauen mit vorangegangener Toxoplasmose die Plazenta vor einer Infektion schützt. Mittels dieser Immunmechanismen gelingt eine Erregerelimination aus nahezu allen Körperzellen.

Vereinfachte Darstellung der Dissemination und Immunantwort bei T.-gondii-Infektion
Vereinfachte Darstellung der Dissemination und Immunantwort bei T.-gondii-Infektion
eGrafik
Vereinfachte Darstellung der Dissemination und Immunantwort bei T.-gondii-Infektion

Einige Parasiten wandeln sich unter dem Druck der Immunantwort jedoch in Neuronen und Muskelzellen in Bradyzoiten um und persistieren intrazellulär in Gewebezysten. Diese Erregerpersistenz erfordert die Aufrechterhaltung einer schützenden pro-inflammatorischen Immunantwort und die Entwicklung immunsuppressiver und regulatorischer T-Zellen. Dies ist insbesondere bei der okulären Toxoplasmose aufgrund der hochsensiblen, nicht regenerationsfähigen Retina wichtig (7, e10). Klinische Studien weisen darauf hin, dass unter anderem die Balance zwischen IL-17-produzierenden T-Zellen und Astrozyten sowie regulatorischen T-Zellen wichtig ist, da neben dem Erreger auch eine IL-17-vermittelte Immunpathologie die Retina schädigt (7). Bei nachlassender Immunität kann eine Reaktivierung der Infektion mit erneuter Replikation von Tachyzoiten und Gewebenekrosen auftreten. Dies tritt klinisch sowohl bei der rezidivierenden okulären Toxoplasmose (bei Immunkompetenten) als auch bei AIDS-Patienten mit niedrigen CD4+-T-Zellen im Gehirn in Erscheinung. Trotz hoher Durchseuchung und Erregerpersistenz tritt eine klinisch relevante, reaktivierte Toxoplasmose nur in wenigen Fällen unter hochpotenten Immunsuppressiva, zum Beispiel TNF-Blockern bei Patienten mit ankylosierender Spondylitis, auf (8, e11, e12). Dies kann einerseits die Bedeutung lokaler Immunmechanismen unterstreichen, als auch andererseits, zum Beispiel bei AIDS-Patienten, die Rolle des Retrovirus selbst, mit Beeinträchtigung der anti-parasitären Funktion HIV-infizierter Mikroglia.

Der enge Zusammenhang zwischen dem Immunsystem und der effektiven Kontrolle des Parasiten zeigt sich auch in Studien, die Genpolymorphismen als Risikofaktoren in für Immunreaktionen wichtigen Genen identifiziert haben (eTabelle 1).

Risikofaktoren, die den Verlauf der Infektion mit T. gondii beeinflussen
Risikofaktoren, die den Verlauf der Infektion mit T. gondii beeinflussen
eTabelle 1
Risikofaktoren, die den Verlauf der Infektion mit T. gondii beeinflussen

Klinische Manifestationen der Toxoplasmose

Die meisten Infektionen verlaufen asymptomatisch oder mit milden grippeähnlichen Symptomen. Weniger als 10 % der Infizierten entwickeln ein mononukleose-ähnliches Krankheitsbild mit Fieber, Kopf- und Gliederschmerzen, sowie Lymphadenitis, besonders der zervikalen und okzipitalen Lymphknoten. Diese sind hart, druckdolent und können über mehrere Wochen angeschwollen bleiben. Vereinzelt werden ein uncharakteristisches makulopapulöses Exanthem, eine reaktive Arthritis oder Organbefunde wie Hepatosplenomegalie, Myokarditis oder Pneumonie beobachtet (1, 6).

Klinisch relevante Manifestationen umfassen kongenitale und okuläre Toxoplasmose sowie oft vital bedrohliche Organmanifestationen bei Immunsupprimierten (Enzephalitis, Pneumonie) (4, 1517).

Kongenitale Infektion

Die kongenitale Toxoplasmose wird von der WHO mit einer jährlichen Fallzahl von etwa 190 000 Kindern beziffert und als unterschätzte Belastung mit erheblichen Folgen eingestuft (4). In Deutschland werden jährlich 6–38 Fälle nach Vorgabe des Infektionsschutzgesetzes (IfSG) dem Robert Koch-Institut gemeldet (https://survstat.rki.de). Da aber nur eine Minderheit der infizierten Kinder bei der Geburt klinisch auffällig ist, und nur diese Fälle gemeldet werden, ist von einer erheblichen Dunkelziffer auszugehen. Tatsächlich ist laut Modellrechnungen jedes Jahr mit mehr als 1 200 kongenital infizierten Kindern in Deutschland zu rechnen (5). Nur bei Erstinfektion besteht während einer Schwangerschaft das Risiko diaplazentarer Übertragung, da lebenslang persistierende Antikörper bei einer Zweitinfektion die Parasiten opsonieren und einer Antikörper-vermittelten Phagozytose zuführen. Seltene Konstellationen, bei denen eine Übertragung in der Schwangerschaft möglich sein kann, betreffen die Reaktivierung der Erkrankung bei einer zuvor T.-gondii-seropositiven schwangeren Frau, die immunsupprimiert ist, oder die Reinfektion mit einem anderen Erreger-Genotyp (18).

Das Risiko der diaplazentaren Übertragung steigt mit dem Gestationsalter, während die Rate klinischer Manifestationen abnimmt (e13). Eine Infektion in der Frühschwangerschaft mit schwerer Schädigung führt vermutlich oft zum Abort. Zahlen hierzu fehlen, da abortive Embryonen hierzulande selten einer detaillierten Untersuchung unterzogen werden. Vor allem die Infektion im zweiten Trimenon kann zu schweren Schäden des Kindes führen durch

  • einen Mikro- oder Hydrozephalus
  • intrazerebrale Verkalkungen und
  • eine Retinochoroiditis oder Mikrophthalmie.

Diese klassische Trias kommt allerdings nur bei etwa 5 % der Kinder vor (19).

Surveillance-Daten aus Frankreich weisen darauf hin, dass nach Erstinfektion während der Schwangerschaft ungefähr 12 % der Kinder zum Zeitpunkt der Geburt klinische Symptome aufweisen (20). Schwere ZNS-Manifestationen werden bereits im pränatalen Ultraschall erkannt (e14). Postnatal können infizierte Kinder als Zeichen der ZNS-Beteiligung durch Trinkschwäche, Krampfanfälle oder Zerebralparesen auffallen. Zwar ist die diaplazentare Transmission im 3. Trimenon am häufigsten; die meisten der infizierten Feten sind jedoch sonografisch unauffällig und perinatal asymptomatisch. Die latente Infektion führt jedoch innerhalb der ersten zwei Lebensjahrzehnte bei ungefähr 50 % der Betroffenen zu einer oft bilateralen okulären Toxoplasmose, die sich nicht immer sicher von einer postnatal erworbenen Infektion abgrenzen lässt (20). In der Folge kommt es häufiger zu großen Skotomen, erheblichen Einschränkungen und Erblindung.

Okuläre Toxoplasmose

T.-gondii-Infektionen der Retina sind eine wichtige Ursache irreversibler Sehbehinderung und weltweit häufigste Ursache einer infektiösen posterioren Uveitis. In Deutschland werden etwa 4 % der Uveitis-Manifestationen auf eine T.-gondii-Infektion zurückgeführt (16, e15). Bereits frühzeitig (1923) wurden Augenbeteiligungen bei kongenitaler Toxoplasmose beschrieben. Dies führte zum Dogma der (ausschließlich) materno-fetalen Infektion. In den 1980er Jahren, als weitere Infektionswege der postnatalen Toxoplasmose erkannt wurden, wurde diese Vorstellung revidiert. Die okuläre Toxoplasmose (16, e16) verläuft als nekrotisierende, posteriore Uveitis oft so charakteristisch, dass sie als „Blickdiagnose“ gilt. Als Retinochoroiditis betrifft die Infektion die inneren Schichten der Netzhaut mit Persistenz der Erreger in Gewebezysten und Neigung zu Reaktivierungen (16, e16). In Europa wurden 5-Jahres-Rezidiv-Raten zwischen 54 % und 63 % berichtet, die in Südamerika noch übertroffen wurden (bis zu 80 %) (21, 22). Zahlreiche Risikofaktoren wurden bisher angeführt, die auf eine komplexe, vor allem immunmediierte Erreger-Wirt-Interaktion hinweisen (eTabelle 1) (14, 21, 22).

Die Bedeutung des Immunstatus für die okuläre Toxoplasmose wurde zu Beginn der AIDS-Epidemie deutlich. Mindestens drei Allele wurden mit Suszeptibilität für okulare Manifestation bei AIDS-Patienten assoziiert (e17). Ein HLA-B35-Genotyp wurde signifikant häufiger (p = 0,01; relatives Risiko [RR] = 3,04) mit einer progressiven Retinitis assoziiert. Klinisch präsentiert sich der Befund oft atypisch und fulminant und kann eine große diagnostische Herausforderung darstellen, die intraokularer Diagnostik bedarf. Dabei wurden wiederholt Erreger mit Typ-I-Allelen nachgewiesen (11, e18) (Abbildung).

Immunsuppression

Infektion und Reaktivierung bei Transplantatempfängern

Die Risiken bei Transplantation sind unzureichend dokumentiert und vermutlich unterschätzt (2326). Sowohl bei Empfängern solider Organe als auch nach hämatologischer Stammzelltransplantation kann eine Toxoplasmose auftreten: entweder aufgrund der Reaktivierung einer latent vorangegangenen Infektion, einer neu erworbenen Infektion durch Nahrungsmittel oder durch im Transplantat enthaltene Gewebezysten (24). Aktuelle Daten zeigen eine signifikant geringere 6-Monats-Überlebensrate bei T.-gondii-seropositiven Empfängern, vor allem nach allogener Stammzell- (38 % vs. 84 %; p < 0,001) und Lebertransplantation (50 % vs. 75 %; p < 0,001) (23). Das Risiko der Übertragung besteht vor allem bei soliden Organtransplantationen eines kürzlich infizierten Spenders bei seronegativem Empfänger (Tabelle). Die Gefahr rührt von Tachyzoiten her, die während der Parasitämie im Blut, Knochenmark und in verschiedenen Organen während der frühen Infektionsphase vorhanden sind. Die Dauer des Übertragungsrisikos nach erworbener Infektion des Spenders ist nicht sicher bekannt. Eine Parasitämie konnte noch etwa fünf Wochen nach dem Einsetzen von Symptomen belegt werden. Ebenfalls besteht das Risiko über chronisch infizierte Spender mit T.-gondii-Gewebezysten die Infektion zu übertragen, vor allem durch Herz, Leber und Niere bei seronegativem Empfänger. Exakte Zahlen zur Inzidenz der T.-gondii-Infektion bei infiziertem Spender und seronegativem Empfänger liegen nicht vor, wurden jedoch mit 25–75 % ohne entsprechende Prophylaxe angegeben (e19).

Vereinfachte Darstellung der Toxoplasmose-Therapie
Vereinfachte Darstellung der Toxoplasmose-Therapie
Tabelle
Vereinfachte Darstellung der Toxoplasmose-Therapie

Bei den soliden Organen sind seronegative Empfänger bei seropositivem Spender (insbesondere Herz/Lunge) am höchsten gefährdet (eTabelle 2). In diesem Fall führt die Parasitämie vor allem zur Infektion von Leber und Lunge, mit den typischen Zeichen einer Hepatitis oder/und interstitiellen Pneumonie (26).

Die höchste Risikokonstellation für eine Reaktivierung besteht bei seropositiven Empfängern allogener, seronegativer Stammzelltransplantate (eTabelle 2). Europäische Zentren berichten von Reaktivierungen zwischen 2,9 und 6 % (26, 27). Die Mortalität bei Transplantatempfängern mit Toxoplasmoseausbruch beträgt 63–80 % (26). Konkrete Prophylaxe-Empfehlungen der Deutschen Gesellschaft für Hämatologie und Medizinische Onkologie (DGHO) bestehen für allogene hämatologische Stammzelltransplantation (27). Im Fall seropositiver Empfänger wird eine längerfristige medikamentöse Prophylaxe mit Cotrimoxazol empfohlen. Weitere präventive Maßnahmen im Transplantationsumfeld umfassen serologisches Screening von Spender und Empfänger sowie medikamentöse Prävention und Hygieneanleitung (26). Diesbezüglich wurden Empfehlungen nationaler Transplantationsgesellschaften ausgesprochen, die allerdings innerhalb Europas variieren, zum Beispiel zur Dauer der Chemoprophylaxe.

Risikokonstellation und Maßnahmen bei einer T.-gondii-Infektion in der Transplantationsmedizin
Risikokonstellation und Maßnahmen bei einer T.-gondii-Infektion in der Transplantationsmedizin
eTabelle 2
Risikokonstellation und Maßnahmen bei einer T.-gondii-Infektion in der Transplantationsmedizin

Infektion und Reaktivierung bei HIV-Infektion

Die Bedeutung der zellulären Immunität für die Kontrolle des Zystenstadiums und das Risiko der Reaktivierung belegt die hohe Inzidenz der Toxoplasmose-Enzephalitis bei AIDS-Patienten mit weniger als 200 CD4+-T-Zellen/μL. Vor Einführung der hoch-aktiven antiretroviralen Therapie (HAART) stellten sich Toxoplasmose-Enzephalitis und -Retinitis bei etwa 30 % der Patienten dieser Risikogruppe als AIDS-definierende Erkrankung dar (28). Bis heute bleibt die Toxoplasmose die häufigste Ursache neurologischer Erkrankungen bei HIV-positiven Patienten, mit oft schwerer Pathologie einschließlich tödlicher Konsequenz (29, e20). Die klinische Symptomatik hängt dabei im Wesentlichen von der intrazerebralen und intraokularen Lokalisation reaktivierter Infektionsfoci ab.

Diagnostik

Da die T.-gondii-Infektion in der Regel keine oder nur unspezifische Symptome verursacht, kann sie nur labordiagnostisch festgestellt werden (30, 31). Hierfür stehen vor allem serologische Verfahren wie ELISA und Immunoblot zur Verfügung. Der Einsatz rekombinanter Antigene hat dabei einen wichtigen Beitrag zur Standardisierung geleistet (30, e21). Wird eine akute Infektion vermutet, sollte das Serum des Patienten auf T.-gondii-spezifische IgG- und IgM-Antikörper getestet werden (6). Aufgrund organspezifischer Manifestationen werden auch lokale diagnostische Verfahren angewendet.

Pränatale Diagnostik und Monitoring

Ein unter Umständen lang anhaltender niedrig-positiver IgM-Befund bei gleichzeitigem Vorhandensein von IgG-Antikörpern als Zeichen einer IgM-Persistenz bei früher stattgefundener Infektion stellt insbesondere während der Schwangerschaft eine diagnostische Herausforderung dar. Es wird angenommen, dass hierbei die in der Schwangerschaft zum Schutz der fetoplazentaren Einheit aufgebaute Immunantwort mit TH2-Dominanz eine wichtige Rolle spielt. Bei negativem IgM-Befund ist eine frische Infektion hingegen unwahrscheinlich. Bei Nachweis von hohen IgM- und niedrigen IgG-Antikörpertitern besteht der Verdacht auf eine akute Toxoplasmose, der durch einen signifikanten Anstieg von IgG-Antikörpern und auch gegebenenfalls IgA-Antikörpern in einer nach zwei bis drei Wochen zu erfolgenden Kontrolluntersuchung bestätigt werden kann. Hinweise auf den Infektionszeitpunkt kann die Messung der Avidität (Bindungsstärke) von IgG-Antikörpern geben. Da die Bindungsstärke im Verlauf der Immunantwort zunimmt, kann der Nachweis von hoch-aviden IgG-Antikörpern – auch bei schwach-positivem IgM-Befund – in der Regel eine akute Erstinfektion ausschließen. Eine niedrige IgG-Avidität ist diagnostisch hingegen nicht verwertbar (e22).

Neugeborene werden vor allem bei auffälliger mütterlicher Serokonstellation während der Schwangerschaft oder bei Verdacht auf kongenitale Toxoplasmose untersucht. Der Nachweis von spezifischen IgM- und/oder IgA-Antikörpern im Serum des Neugeborenen beweist in der Regel eine pränatale Infektion durch den Nachweis der vom Kind produzierten IgG-Antikörper (32) und kann dann durch die Persistenz oder den Titeranstieg spezifischer IgG-Antikörpern im weiteren Verlauf bestätigt werden (e23). Neben den serologischen Bestimmungen gehören gegebenenfalls auch Sonografie (beziehungsweise Magnetresonanztomografie) des Schädels und Abdomens sowie eine augenärztliche Untersuchung zur Diagnose beim Neugeborenen. Bei auffälligen Neugeborenen ist zusätzlich eine Liquoruntersuchung indiziert (Serologie, Polymerasekettenreaktion [PCR], Protein). Auch Parameter der zellulären Immunität können zum Nachweis der pränatalen Infektion diagnostisch eingesetzt werden (33). Da einerseits ein negativer PCR-Befund eine schwangerschaftsrelevante Infektion nicht ausschließt (34, e24) und andererseits bei begründetem Verdacht auf Erstinfektion in der Schwangerschaft ein früher Therapiebeginn indiziert ist, wird der PCR-Nachweis aus Amnionflüssigkeit nur noch selten eingesetzt (35).

Diagnostik bei okulärer Toxoplasmose

Klinisch liegt oft ein typischer Retinabefund vor, der keiner weiteren Diagnostik bedarf (Abbildung). Bei hoher Durchseuchung der Bevölkerung sind serologische Untersuchungen zudem wenig hilfreich. Im Zweifelsfall hat sich die intraokulare Diagnostik mit Nachweis spezifischer intraokularer Antikörper beziehungsweise die PCR zum Erregernachweis in Kammerwasser- oder Glaskörperproben bewährt (16).

Fundus-Aufnahme einer 27-jährigen Patientin mit rezidivierender okulärer Toxoplasmose des rechten Auges
Fundus-Aufnahme einer 27-jährigen Patientin mit rezidivierender okulärer Toxoplasmose des rechten Auges
Abbildung
Fundus-Aufnahme einer 27-jährigen Patientin mit rezidivierender okulärer Toxoplasmose des rechten Auges

Diagnostik bei Immunsuppression

Serologische Tests sind bei immunsupprimierten Patienten, vor allem bei HIV-positiven-Personen, unzuverlässig. Bei diesen Patienten kann die (re)aktive Infektion am sichersten mithilfe der PCR nachgewiesen werden (36). Je nach klinischer Situation sind hierfür Körperflüssigkeiten (zum Beispiel Liquor, EDTA-Blut, bronchoalveoläre Lavage) oder Biopsien (beispielsweise Gehirn, Lunge) geeignet. Da ein negatives PCR-Ergebnis eine aktive Infektion nicht gänzlich ausschließen kann, kommen gegebenenfalls auch histologische Nachweisverfahren zum Einsatz.

Therapie

Die asymptomatische Infektion und unkomplizierte Lymphadenitis bedürfen keiner Behandlung. Bei Erstinfektionen in der Schwangerschaft und Patienten mit kongenitaler okulärer Toxoplasmose besteht eine Therapieindikation. Ebenso bedürfen immungeschwächte Personen (Patienten mit HIV/AIDS, neoplastischen Erkrankungen) oder immundefiziente Transplantatempfänger mit aktiver Infektion beziehungsweise Reaktivierung einer Behandlung.

Als eine relative Therapieindikation wird die okuläre Toxoplasmose gesehen; vor allem wenn Sehnerv oder Makula gefährdet sind, eine verminderte Sehschärfe bei Glaskörperentzündung besteht, oder große Läsionen (> 1 Papillendurchmesser) vorliegen (16). Angriffspunkte medikamentöser Therapie betreffen vorwiegend die Stoffwechselwege der Folsäure- und Proteinsynthese der Tachyzoiten, während bradyzoitenhaltige Gewebezysten bislang kaum angreifbar sind. Am häufigsten werden Spiramycin, Pyrimethamin, Sulfadiazin, Clindamycin und gegebenenfalls Atovaquon eingesetzt (Tabelle). Um Nebenwirkungen gering zu halten, wird zusätzlich Folinsäure (keine Folsäure) verabreicht. In der Schwangerschaft dürfen Folsäureantagonisten erst ab der 16. Schwangerschaftswoche eingesetzt werden; vorher kann mit Spiramycin versucht werden, die diaplazentare Transmission zu unterbinden. Dabei ist die schnelle Initiierung der Kombinationstherapie vordringlich. Bei Therapiestart innerhalb von vier Wochen nach Infektion der Mutter konnte die Rate klinischer Manifestationen bei infizierten Kindern von 70 % auf weniger als 20 % gesenkt werden (35). Auch eine aktuelle prospektive, randomisierte Studie findet Hinweise darauf, dass die Kombinationstherapie, bestehend aus Pyrimethamin plus Sulfadiazin plus Folinsäure, einen Vorteil hinsichtlich klinischer Manifestationen bei infizierten Neugeborenen gegenüber Spiramycin hat (37). Dies ist insbesondere bei frühzeitigem Therapiebeginn innerhalb von drei Wochen nach mütterlicher Serokonversion in der Schwangerschaft der Fall. Für die okuläre Toxoplasmose wird neben den genannten Substanzen zunehmend Cotrimoxazol verwendet, das sich auch für die längerfristige Rezidiv-Prophylaxe (< 12 Monate) bei Risikopatienten bewährt hat (e25, e26).

Prävention

Öffentliche Gesundheitsinstitutionen in Deutschland weisen darauf hin, dass eine stärkere Sensibilisierung für präventive Maßnahmen erforderlich ist, um die Risiken der Infektion zu vermindern (6, e27e29). Die wesentlichen Ansätze betreffen Verminderung der Erregerlast in der Nahrungskette, verbesserte Lebensmittelhygiene, Aufklärung der Bevölkerung, insbesondere gebärfähiger Frauen, und Maßnahmen bei immunsupprimierten Individuen (unter anderem der Transplantationsmedizin). Konkrete Ziele und Maßnahmen betreffen folgende Punkte:

  • Aus Sicht der Krankheitsprävention sollte es Ziel sein, lebensmittelliefernde landwirtschaftliche Tierbestände T.-gondii-frei zu halten (e27). Veterinärmedizinische Daten zeigen, dass dies durch Schadnagerbekämpfung und -kontrolle sowie Fernhalten von Katzen in Stallungen erreichbar ist (38).
  • Die Entwicklung von Impfstoffen gegen die Ausscheidung von Oozysten durch infizierte Katzen könnte die Exposition gegenüber Oozysten vermindern. Lebendimpfstoffe (Toxovax) werden aktuell bei Schafen zur Reduktion der Entwicklung von Gewebezysten verwendet (e30).
  • Ärzte und Gesundheitsbehörden (insbesondere in ostdeutschen Bundesländern aufgrund des erhöhten Infektionsgeschehens) sollten stärker für das Thema Toxoplasmose sensibilisiert werden. Bildungsprogramme für die Prävention (angemessenes Garen von Fleisch und gründliches Waschen von Obst und Gemüse [e28, e29]) können jedoch nur die Neuinfektionsraten verringern und nicht bestehende Infektionen beseitigen (e31).
  • Ein Schwangeren-Screening auf T.-gondii-Antikörper, wie zum Beispiel in Frankreich/Österreich, wird in Deutschland aktuell nicht durchgeführt (e32). Die Mutterschafts-Richtlinien sehen jedoch serologische Untersuchungen bei begründetem Verdacht auf Toxoplasmose vor (39). In einer retrospektiven Studie mit 685 Schwangeren wurde bei frühzeitiger Erkennung und Behandlung einer akuten Infektion der Mutter eine deutliche Verringerung der Krankheitslast bei den Neugeborenen beschrieben (35). Da aktuelle Daten die bisherige Annahme, dass nur wenige Fälle durch solch ein Screening verhindert werden, nicht belegen (5), sollte aus diesen beiden Gründen ein solches Screening reevaluiert werden (40, e33).
  • Im Transplantationsumfeld sind vor allem bei allogener hämatologischer Stammzelltransplantation präventive Maßnahmen mit Screening von Spender und Empfänger sowie medikamentöse Prävention und Hygieneanleitung nach den Vorgaben der Fachgesellschaften zu beachten (27).

Interessenkonflikt
Prof. Groß erhielt Erstattung von Reise- und Übernachtungskosten sowie Honorare für die Vorbereitung von wissenschaftlichen Tagungen von MSD. Die übrigen Autoren erklären, dass kein Interessenkonflikt besteht.

Manuskriptdaten
eingereicht: 15.11. 2018, revidierte Fassung angenommen: 23.5. 2019

Widmung

Diesen Artikel widmen wir unserem viel zu früh verstorbenen, geschätzten Kollegen und Toxoplasmose-Forscher Ermanno Candolfi (Strasbourg).

Anschrift für die Verfasser
Prof. Dr. med. Uwe Pleyer
Augenklinik, Charité Campus Virchow, Universitätsmedizin Berlin

Corporate member of Freie Universität Berlin

Humboldt-Universität zu Berlin und Berlin Institute of Health

Augustenburger Platz 1, 13353 Berlin

uwe.pleyer@charite.de

Zitierweise
Pleyer U, Gross U, Schlüter D, Wilking H, Seeber F:
Toxoplasmosis in Germany—epidemiology, diagnosis, risk factors, and treatment. Dtsch Arztebl Int 2019; 116: 435–44. DOI: 10.3238/arztebl.2019.0435

►Die englische Version des Artikels ist online abrufbar unter:
www.aerzteblatt-international.de

Zusatzmaterial
Mit „e“ gekennzeichnete Literatur:
www.aerzteblatt.de/lit2519 oder über QR-Code

eGrafik, eTabellen:
www.aerzteblatt.de/19m0435 oder über QR-Code

1.
Montoya JG, Liesenfeld O: Toxoplasmosis. Lancet 2004; 363: 1965–76 CrossRef
2.
Havelaar AH, Kirk MD, Torgerson PR, et al.: World Health Organization global estimates and regional comparisons of the burden of foodborne disease in 2010. PLoS Med 2015; 12: e1001923 CrossRef MEDLINE PubMed Central
3.
Schlüter D, Däubener W, Schares G, Groß U, Pleyer U, Lüder C: Animals are key to human toxoplasmosis. Int J Med Microbiol 2014; 304: 917–29 CrossRef MEDLINE
4.
Torgerson PR, Mastroiacovo P: The global burden of congenital toxoplasmosis: a systematic review. Bull World Health Organ 2013; 91: 501–8 CrossRef MEDLINE PubMed Central
5.
Wilking H, Thamm M, Stark K, Aebischer T, Seeber F: Prevalence, incidence estimations, and risk factors of Toxoplasma gondii infection in Germany: a representative, cross-sectional, serological study. Sci Rep 2016; 6: 22551 CrossRef MEDLINE PubMed Central
6.
Robert Koch-Institut: RKI-Ratgeber Toxoplasmose Epid Bull 2018; 42: 451–7 .
7.
Fernandez C, Jaimes J, Ortiz MC, Ramirez JD: Host and Toxoplasma gondii genetic and non-genetic factors influencing the development of ocular toxoplasmosis: a systematic review. Infect Genet Evol 2016; 44: 199–209 CrossRef MEDLINE
8.
Rodrigues KF, Faria e Arantes TE, Muccioli C, Neto JL, Pinheiro MM: Incidence of Toxoplasma retinochoroiditis in patients with ankylosing spondylitis after using TNF-alpha blockers. Parasitol Int 2013; 62: 272–5 CrossRef MEDLINE
9.
Rico-Torres CP, Vargas-Villavicencio JA, Correa D: Is Toxoplasma gondii type related to clinical outcome in human congenital infection? Systematic and critical review. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 2016; 35: 1079–88 CrossRef MEDLINE
10.
Herrmann DC, Maksimov P, Hotop A, et al.: Genotyping of samples from German patients with ocular, cerebral and systemic toxoplasmosis reveals a predominance of Toxoplasma gondii type II. Int J Med Microbiol 2014; 304: 911–6 CrossRef MEDLINE
11.
Vallochi AL, Muccioli C, Martins MC, Silveira C, Belfort R, Rizzo LV: The genotype of Toxoplasma gondii strains causing ocular toxoplasmosis in humans in Brazil. Am J Ophthalmol 2005; 139: 350–1 CrossRef MEDLINE
12.
Meenken C, Rothova A, de Waal LP, van der Horst AR, Mesman BJ, Kijlstra A: HLA typing in congenital toxoplasmosis. Br J Ophthalmol 1995; 79: 494–7 CrossRef MEDLINE PubMed Central
13.
Luma HN, Tchaleu BC, Mapoure YN, et al.: Toxoplasma encephalitis in HIV/AIDS patients admitted to the Douala general hospital between 2004 and 2009: a cross sectional study. BMC Res Notes 2013; 6: 146 CrossRef MEDLINE PubMed Central
14.
Garweg JG, Scherrer JN, Halberstadt M: Recurrence characteristics in European patients with ocular toxoplasmosis. Br J Ophthalmol 2008; 92: 1253–6 CrossRef MEDLINE
15.
El Bissati K, Levigne P, Lykins J, et al.: Global initiative for congenital toxoplasmosis: an observational and international comparative clinical analysis. Emerg Microbes Infect 2018; 7: 165 CrossRef MEDLINE PubMed Central
16.
Maenz M, Schlüter D, Liesenfeld O, Schares G, Groß U, Pleyer U: Ocular toxoplasmosis past, present and new aspects of an old disease. Prog Retin Eye Res 2014; 39: 77–106 CrossRef MEDLINE
17.
Parlog A, Schluter D, Dunay IR: Toxoplasma gondii-induced neuronal alterations. Parasite Immunol 2015; 37: 159–70 CrossRef MEDLINE
18.
Elbez-Rubinstein A, Ajzenberg D, Darde ML, et al.: Congenital toxoplasmosis and reinfection during pregnancy: case report, strain characterization, experimental model of reinfection, and review. J Infect Dis 2009; 199: 280–5 CrossRef MEDLINE
19.
Thiebaut R, Leproust S, Chene G, Gilbert R: Effectiveness of prenatal treatment for congenital toxoplasmosis: a meta-analysis of individual patients‘ data. Lancet 2007; 369: 115–22 CrossRef
20.
Villena I, Ancelle T, Delmas C, et al.: Congenital toxoplasmosis in France in 2007: first results from a national surveillance system. Euro Surveill 2010; 15 CrossRef MEDLINE
21.
de-la-Torre A, Rios-Cadavid AC, Cardozo-Garcia CM, Gomez-Marin JE: Frequency and factors associated with recurrences of ocular toxoplasmosis in a referral centre in Colombia. Br J Ophthalmol 2009; 93: 1001–4 CrossRef MEDLINE
22.
Holland GN, Crespi CM, ten Dam-van Loon N, et al.: Analysis of recurrence patterns associated with toxoplasmic retinochoroiditis. Am J Ophthalmol 2008; 145: 1007–13 CrossRef MEDLINE
23.
Robert-Gangneux F, Meroni V, Dupont D, et al.: Toxoplasmosis in transplant recipients, Europe, 2010–2014. Emerg Infect Dis 2018; 24: 1497–504 CrossRef MEDLINE PubMed Central
24.
Prestes DP, Mendes C, Batista MV, et al.: A case-series of Toxoplasmosis in hematopoietic stem cell transplantation: still a concern for endemic countries. Bone Marrow Transplant. 2018;5:1336–9 CrossRef MEDLINE
25.
Mele A, Paterson PJ, Prentice HG, Leoni P, Kibbler CC: Toxoplasmosis in bone marrow transplantation: a report of two cases and systematic review of the literature. Bone Marrow Transplant 2002; 29: 691–8 CrossRef MEDLINE
26.
Isa F, Saito K, Huang YT, et al.: Implementation of molecular surveillance after a cluster of fatal toxoplasmosis at 2 neighboring transplant centers. Clin Infect Dis 2016; 63: 565–8 CrossRef MEDLINE PubMed Central
27.
Ullmann AJ, Schmidt-Hieber M, Bertz H, et al.: Infectious diseases in allogeneic haematopoietic stem cell transplantation: prevention and prophylaxis strategy guidelines 2016. Ann Hematol 2016; 95: 1435–55 CrossRef MEDLINE PubMed Central
28.
Silva AC, Rodrigues BS, Micheletti AM, et al.: Neuropathology of AIDS: an autopsy review of 284 cases from Brazil comparing the findings pre- and post-HAART (Highly Active Antiretroviral Therapy) and pre- and postmortem correlation. AIDS Res Treat 2012; 2012: 186850 CrossRef MEDLINE PubMed Central
29.
Ford N, Meintjes G, Calmy A, et al.: Managing advanced HIV disease in a public health approach. Clin Infect Dis 2018; 66: 106–10 CrossRef MEDLINE PubMed Central
30.
Dard C, Fricker-Hidalgo H, Brenier-Pinchart MP, Pelloux H: Relevance of and new developments in serology for toxoplasmosis. Trends Parasitol 2016; 32: 492–506 CrossRef
31.
Pomares C, Montoya JG: Laboratory diagnosis of congenital toxoplasmosis. J Clin Microbiol 2016; 54: 2448–54 CrossRef MEDLINE PubMed Central
32.
Groß U, Lüder CG, Hendgen V, et al.: Comparative immunoglobulin G antibody profiles between mother and child (CGMC test) for early diagnosis of congenital toxoplasmosis. J Clin Microbiol 2000; 38: 3619–22.
33.
Chapey E, Wallon M, Debize G, Rabilloud M, Peyron F: Diagnosis of congenital toxoplasmosis by using a whole-blood gamma interferon release assay. J Clin Microbiol 2010; 48: 41–5 CrossRef MEDLINE PubMed Central
34.
Prusa AR, Kasper DC, Pollak A, Olischar M, Gleiss A, Hayde M: Amniocentesis for the detection of congenital toxoplasmosis: results from the nationwide Austrian prenatal screening program. Clin Microbiol Infect 2015; 21: 191.e1–8 CrossRef MEDLINE
35.
Hotop A, Hlobil H, Groß U: Efficacy of rapid treatment initiation following primary Toxoplasma gondii infection during pregnancy. Clin Infect Dis 2012; 54: 1545–52 CrossRef MEDLINE
36.
Villard O, Cimon B, L‘Ollivier C, et al.: Serological diagnosis of Toxoplasma gondii infection: recommendations from the French National Reference Center for Toxoplasmosis. Diagn Microbiol Infect Dis 2016; 84: 22–33 CrossRef MEDLINE
37.
Mandelbrot L, Kieffer F, Sitta R, et al.: Prenatal therapy with pyrimethamine + sulfadiazine vs spiramycin to reduce placental transmission of toxoplasmosis: a multicenter, randomized trial. Am J Obstet Gynecol 2018; 219: 386.e1–.e9.
38.
Kijlstra A, Jongert E: Toxoplasma-safe meat: close to reality? Trends in Parasitology 2009; 25: 18–22 CrossRef MEDLINE
39.
Richtlinien des Gemeinsamen Bundes­aus­schusses über die ärztliche Betreuung während der Schwangerschaft und nach der Entbindung. Bundesanzeiger 2016: 60a. www.g-ba.de/richtlinien/19/
40.
Lange AE, Thyrian JR, Wetzka S, et al.: The impact of socioeconomic factors on the efficiency of voluntary toxoplasmosis screening during pregnancy: a population-based study. BMC Pregnancy Childbirth 2016; 16: 197 CrossRef MEDLINE PubMed Central
e1.
Cassini A, Colzani E, Pini A, et al.: Impact of infectious diseases on population health using incidence-based disability-adjusted life years (DALYs): results from the Burden of Communicable Diseases in Europe study, European Union and European Economic Area countries, 2009 to 2013. Euro Surveill 2018; 23: 17–00454 CrossRef MEDLINE PubMed Central
e2.
Suijkerbuijk AWM, van Gils PF, Bonacic Marinovic AA, et al.: The design of a social cost-benefit analysis of preventive interventions for toxoplasmosis: an example of the One Health approach. Zoonoses Public Health 2018; 65: 185–94 CrossRef MEDLINE
e3.
da Silva AJ, Moser M: Toxoplasmosis. Image #3421 i; Centers for Disease Control and Prevention‘s Public Health Image Library 2002. https://phil.cdc.gov/Details.aspx?pid=3421 (last accessed on 19 May 2019).
e4.
Bowie WR, King AS, Werker DH, et al.: Outbreak of toxoplasmosis associated with municipal drinking water. The BC Toxoplasma Investigation Team. Lancet 1997; 350: 173–7 CrossRef
e5.
Jones JL, Dubey JP: Waterborne toxoplasmosis – recent developments. Exp Parasitol 2010; 124: 10–25 CrossRef MEDLINE
e6.
Lass A, Szostakowska B, Korzeniewski K, Karanis P: The first detection of Toxoplasma gondii DNA in environmental air samples using gelatine filters, real-time PCR and loop-mediated isothermal (LAMP) assays: qualitative and quantitative analysis. Parasitology 2017; 144: 1791–801 CrossRef MEDLINE
e7.
Robert-Gangneux F, Darde ML: Epidemiology of and diagnostic strategies for toxoplasmosis. Clin Microbiol Rev 2012; 25: 264–96 CrossRef MEDLINE PubMed Central
e8.
Bremer v, Bocter N, Rehmet S, Klein G, Breuer T, Ammon A: Consumption, knowledge, and handling of raw meat: a representative cross-sectional survey in Germany, March 2001. J Food Prot 2005; 68: 785–9 CrossRef
e9.
Rosner BM, Stark K, Höhle M, Werber D: Risk factors for sporadic Yersinia enterocolitica infections, Germany 2009–2010. Epidemiol Infect 2012; 140: 1738–47 CrossRef MEDLINE
e10.
Xiao J, Yolken RH: Strain hypothesis of Toxoplasma gondii infection on the outcome of human diseases. Acta Physiol (Oxf) 2015; 213: 828–45 CrossRef MEDLINE PubMed Central
e11.
Gonzalez-Vicent M, Diaz MA, Sevilla J, Madero L: Cerebral toxoplasmosis following etanercept treatment for idiophatic pneumonia syndrome after autologous peripheral blood progenitor cell transplantation (PBPCT). Ann Hematol 2003; 82: 649–53 CrossRef MEDLINE
e12.
Lassoued S, Zabraniecki L, Marin F, Billey T: Toxoplasmic chorioretinitis and antitumor necrosis factor treatment in rheumatoid arthritis. Semin Arthritis Rheum 2007; 36: 262–3 CrossRef MEDLINE
e13.
Desmonts G, Couvreur J: [Congenital toxoplasmosis. Prospective study of the outcome of pregnancy in 542 women with toxoplasmosis acquired during pregnancy]. Ann Pediatr (Paris) 1984; 31: 805–9.
e14.
Vökt CA, Visca E, Tercanli S: Sonographische Befunde bei materno-fetalen Infektionen. Ther Umschau 2008; 65: 667–74 CrossRef MEDLINE
e15.
Jakob E, Reuland MS, Mackensen F, et al.: Uveitis subtypes in a German interdisciplinary uveitis center—analysis of 1916 patients. J Rheumatol 2009; 36: 127–36 CrossRef MEDLINE
e16.
Butler NJ, Furtado JM, Winthrop KL, Smith JR: Ocular toxoplasmosis II: clinical features, pathology and management. Clin Exp Ophthalmol 2013; 41: 95–108 CrossRef MEDLINE PubMed Central
e17.
Demarco AL, Rodrigues Mde L, Figueiredo JF, et al.: Susceptibility to toxoplasmic retinochoroiditis is associated with HLA alleles reported to be implicated with rapid progression to AIDS. Dis Markers 2012; 33: 309–12 CrossRef MEDLINE PubMed Central
e18.
Grigg ME, Ganatra J, Boothroyd JC, Margolis TP: Unusual abundance of atypical strains associated with human ocular toxoplasmosis. J Infect Dis 2001; 184: 633–9 CrossRef MEDLINE
e19.
Derouin F, Pelloux H: Prevention of toxoplasmosis in transplant patients. Clin Microbiol Infect 2008; 14: 1089–101 CrossRef MEDLINE
e20.
Weiss LM, Dubey JP: Toxoplasmosis: a history of clinical observations. Int J Parasitol 2009; 39: 895–901 CrossRef MEDLINE PubMed Central
e21.
Holec-Gasior L: Toxoplasma gondii recombinant antigens as tools for serodiagnosis of human toxoplasmosis: current status of studies. Clin Vaccine Immunol 2013; 20: 1343–51 CrossRef MEDLINE PubMed Central
e22.
Reiter-Owona I: Laboratory diagnosis of toxoplasmosis – possibilities and limitations. J Lab Med 2005; 29: 439–45 CrossRef
e23.
Lebech M, Joynson DH, Seitz HM, et al.: Classification system and case definitions of Toxoplasma gondii infection in immunocompetent pregnant women and their congenitally infected offspring. European Research Network on Congenital Toxoplasmosis. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 1996; 15: 799–805 CrossRef MEDLINE
e24.
Romand S, Wallon M, Franck J, Thulliez P, Peyron F, Dumon H: Prenatal diagnosis using polymerase chain reaction on amniotic fluid for congenital toxoplasmosis. Obstet Gynecol 2001; 97: 296–300 CrossRef CrossRef
e25.
Connolly MP, Haitsma G, Hernandez AV, Vidal JE: Systematic review and meta-analysis of secondary prophylaxis for prevention of HIV-related toxoplasmic encephalitis relapse using trimethoprim-sulfamethoxazole. Pathog Glob Health 2017; 111: 327–31 CrossRef MEDLINE PubMed Central
e26.
Fernandes Felix JP, Cavalcanti Lira RP, Cosimo AB, Cardeal da Costa RL, Nascimento MA, Leite Arieta CE: Trimethoprim-Sulfamethoxazole versus placebo in reducing the risk of toxoplasmic retinochoroiditis recurrences: a three-year follow-up. Am J Ophthalmol 2016; 170: 176–82 CrossRef MEDLINE
e27.
Opsteegh M, Kortbeek TM, Havelaar AH, van der Giessen JW: Intervention strategies to reduce human Toxoplasma gondii disease burden. Clin Infect Dis 2015; 60: 101–7 CrossRef MEDLINE
e28.
Bundeszentrum für Ernährung: Listeriose und Toxoplasmose – Sicher essen in der Schwangerschaft. 2017. www.ble-medienservice.de/0346/listeriose-und-toxoplasmose-sicher-essen-in-der-schwangerschaft (last accessed on 19 May 2019).
e29.
Bundesinstitut für Risikobewertung: Schutz vor Toxoplasmose. Verbrauchertipp 2017. https://mobil.bfr.bund.de/cm/350/verbrauchertipps_schutz_vor_toxoplasmose.pdf (last accessed on 19 May 2019).
e30.
Verma R, Khanna P: Development of Toxoplasma gondii vaccine: a global challenge. Hum Vaccin Immunother 2013; 9: 291–3 CrossRef MEDLINE PubMed Central
e31.
Kullenberg de Gaudry D, Grede N, Motschall E, Lins S: Analysis of German nutrition brochures for pregnant women with evidence-based patient information criteria. Patient Educ Couns 2015; 98: 207–12 CrossRef MEDLINE
e32.
Prusa AR, Kasper DC, Sawers L, Walter E, Hayde M, Stillwaggon E: Congenital toxoplasmosis in Austria: prenatal screening for prevention is cost-saving. PLoS Negl Trop Dis 2017; 11: e0005648 CrossRef MEDLINE PubMed Central
e33.
Zylka-Menhorn V. Toxoplasmose-Test Argumente für ein Screening. Dtsch Arztebl 2013; 110: 446 VOLLTEXT
e34.
Jokelainen P, Murat JB, Nielsen HV: Direct genetic characterization of Toxoplasma gondii from clinical samples from Denmark: not only genotypes II and III. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 2018; 37: 579–86 CrossRef MEDLINE
e35.
Shobab L, Pleyer U, Johnsen J, et al.: Toxoplasma serotype is associated with development of ocular toxoplasmosis. J Infect Dis 2013; 208: 1520–8 CrossRef MEDLINE PubMed Central
e36.
Witola WH, Liu SR, Montpetit A, et al.: ALOX12 in human toxoplasmosis. Infect Immun 2014; 82: 2670–9 CrossRef MEDLINE PubMed Central
e37.
Witola WH, Mui E, Hargrave A, et al.: NALP1 influences susceptibility to human congenital toxoplasmosis, proinflammatory cytokine response, and fate of Toxoplasma gondii-infected monocytic cells. Infect Immun 2011; 79: 756–66 CrossRef MEDLINE PubMed Central
e38.
Jamieson SE, de Roubaix LA, Cortina-Borja M, et al.: Genetic and epigenetic factors at COL2A1 and ABCA4 influence clinical outcome in congenital toxoplasmosis. PLoS One 2008; 3: e2285 CrossRef MEDLINE PubMed Central
e39.
Takakura A, Tessler HH, Goldstein DA, et al.: Viral retinitis following intraocular or periocular corticosteroid administration: a case series and comprehensive review of the literature. Ocul Immunol Inflamm 2014; 22: 175–82 CrossRef MEDLINE PubMed Central
e40.
Sauer A, Pfaff AW, Villard O, et al.: Interleukin 17A as an effective target for anti-inflammatory and antiparasitic treatment of toxoplasmic uveitis. J Infect Dis 2012; 206: 1319–29 CrossRef MEDLINE
e41.
Dutra MS, Bela SR, Peixoto-Rangel AL, et al.: Association of a NOD2 gene polymorphism and T-helper 17 cells with presumed ocular toxoplasmosis. J Infect Dis 2013; 207: 152–63 CrossRef MEDLINE PubMed Central
e42.
Albuquerque MC, Aleixo AL, Benchimol EI, et al.: The IFN-gamma +874T/A gene polymorphism is associated with retinochoroiditis toxoplasmosis susceptibility. Mem Inst Oswaldo Cruz 2009; 104: 451–5 CrossRef MEDLINE
e43.
Peixe RG, Boechat MS, Rangel AL, Rosa RF, Petzl-Erler ML, Bahia-Oliveira LM: Single nucleotide polymorphisms in the interferon gamma gene are associated with distinct types of retinochoroidal scar lesions presumably caused by Toxoplasma gondii infection. Mem Inst Oswaldo Cruz 2014; 109: 99–107 CrossRef MEDLINE PubMed Central
e44.
Naranjo-Galvis CA, de-la-Torre A, Mantilla-Muriel LE, et al.: Genetic polymorphisms in cytokine genes in Colombian patients with ocular toxoplasmosis. Infect Immun 2018; 86 CrossRef MEDLINE PubMed Central
e45.
Cordeiro CA, Moreira PR, Andrade MS, et al.: Interleukin-10 gene polymorphism (-1082G/A) is associated with toxoplasmic retinochoroiditis. Invest Ophthalmol Vis Sci 2008; 49: 1979–82 CrossRef MEDLINE
e46.
Cordeiro CA, Moreira PR, Bessa TF, et al.: Interleukin-6 gene polymorphism (-174 G/C) is associated with toxoplasmic retinochoroiditis. Acta Ophthalmol 2013; 91: e311–4 CrossRef MEDLINE
e47.
Cordeiro CA, Moreira PR, Costa GC, et al.: Interleukin-1 gene polymorphisms and toxoplasmic retinochoroiditis. Mol Vis 2008; 14: 1845–9.
e48.
Peixoto-Rangel AL, Miller EN, Castellucci L, et al.: Candidate gene analysis of ocular toxoplasmosis in Brazil: evidence for a role for toll-like receptor 9 (TLR9). Mem Inst Oswaldo Cruz 2009; 104: 1187–90 CrossRef MEDLINE
e49.
de Faria Junior GM, Ayo CM, de Oliveira AP, et al.: CCR5 chemokine receptor gene polymorphisms in ocular toxoplasmosis. Acta Trop 2018; 178: 276–80 CrossRef MEDLINE
e50.
Jamieson SE, Peixoto-Rangel AL, Hargrave AC, et al.: Evidence for associations between the purinergic receptor P2X(7) (P2RX7) and toxoplasmosis. Genes Immun 2010; 11: 374–83 CrossRef MEDLINE PubMed Central
Augenklinik, Charité Campus Virchow, Universitätsmedizin Berlin, Corporate member of Freie Universität Berlin, Humboldt-Universität zu Berlin und Berlin Institute of Health: Prof. Dr. med. Uwe Pleyer
Institut für Medizinische Mikrobiologie und Deutsches Konsiliarlabor für Toxoplasma, Universitätsmedizin Göttingen: Prof. Dr. med. Uwe Groß
Institut für Medizinische Mikrobiologie und Krankenhaushygiene Medizinische Hochschule Hannover (MHH): Prof. Dr. med. Dirk Schlüter
Robert Koch-Institut FG35 Gastrointestinale Infektionen, Zoonosen und tropische Infektionen, Berlin: Dr. rer. nat. Hendrik Wilking
Robert Koch-Institut FG16 Erreger von Pilz- und Parasiteninfektionen und Mykobakteriosen, Berlin: Prof. Dr. rer. nat. Frank Seeber
Fundus-Aufnahme einer 27-jährigen Patientin mit rezidivierender okulärer Toxoplasmose des rechten Auges
Fundus-Aufnahme einer 27-jährigen Patientin mit rezidivierender okulärer Toxoplasmose des rechten Auges
Abbildung
Fundus-Aufnahme einer 27-jährigen Patientin mit rezidivierender okulärer Toxoplasmose des rechten Auges
Vereinfachter Infektionszyklus von T. gondii.
Vereinfachter Infektionszyklus von T. gondii.
Grafik 1
Vereinfachter Infektionszyklus von T. gondii.
Vergleich der Bundesland-spezifischen T. gondii-Seroprävalenz und der kumulativen T.-gondii-assoziierten Diagnosedaten
Vergleich der Bundesland-spezifischen T. gondii-Seroprävalenz und der kumulativen T.-gondii-assoziierten Diagnosedaten
Grafik 2
Vergleich der Bundesland-spezifischen T. gondii-Seroprävalenz und der kumulativen T.-gondii-assoziierten Diagnosedaten
Vereinfachte Darstellung der Toxoplasmose-Therapie
Vereinfachte Darstellung der Toxoplasmose-Therapie
Tabelle
Vereinfachte Darstellung der Toxoplasmose-Therapie
Vereinfachte Darstellung der Dissemination und Immunantwort bei T.-gondii-Infektion
Vereinfachte Darstellung der Dissemination und Immunantwort bei T.-gondii-Infektion
eGrafik
Vereinfachte Darstellung der Dissemination und Immunantwort bei T.-gondii-Infektion
Risikofaktoren, die den Verlauf der Infektion mit T. gondii beeinflussen
Risikofaktoren, die den Verlauf der Infektion mit T. gondii beeinflussen
eTabelle 1
Risikofaktoren, die den Verlauf der Infektion mit T. gondii beeinflussen
Risikokonstellation und Maßnahmen bei einer T.-gondii-Infektion in der Transplantationsmedizin
Risikokonstellation und Maßnahmen bei einer T.-gondii-Infektion in der Transplantationsmedizin
eTabelle 2
Risikokonstellation und Maßnahmen bei einer T.-gondii-Infektion in der Transplantationsmedizin
1.Montoya JG, Liesenfeld O: Toxoplasmosis. Lancet 2004; 363: 1965–76 CrossRef
2. Havelaar AH, Kirk MD, Torgerson PR, et al.: World Health Organization global estimates and regional comparisons of the burden of foodborne disease in 2010. PLoS Med 2015; 12: e1001923 CrossRef MEDLINE PubMed Central
3. Schlüter D, Däubener W, Schares G, Groß U, Pleyer U, Lüder C: Animals are key to human toxoplasmosis. Int J Med Microbiol 2014; 304: 917–29 CrossRef MEDLINE
4. Torgerson PR, Mastroiacovo P: The global burden of congenital toxoplasmosis: a systematic review. Bull World Health Organ 2013; 91: 501–8 CrossRef MEDLINE PubMed Central
5. Wilking H, Thamm M, Stark K, Aebischer T, Seeber F: Prevalence, incidence estimations, and risk factors of Toxoplasma gondii infection in Germany: a representative, cross-sectional, serological study. Sci Rep 2016; 6: 22551 CrossRef MEDLINE PubMed Central
6. Robert Koch-Institut: RKI-Ratgeber Toxoplasmose Epid Bull 2018; 42: 451–7 .
7. Fernandez C, Jaimes J, Ortiz MC, Ramirez JD: Host and Toxoplasma gondii genetic and non-genetic factors influencing the development of ocular toxoplasmosis: a systematic review. Infect Genet Evol 2016; 44: 199–209 CrossRef MEDLINE
8. Rodrigues KF, Faria e Arantes TE, Muccioli C, Neto JL, Pinheiro MM: Incidence of Toxoplasma retinochoroiditis in patients with ankylosing spondylitis after using TNF-alpha blockers. Parasitol Int 2013; 62: 272–5 CrossRef MEDLINE
9. Rico-Torres CP, Vargas-Villavicencio JA, Correa D: Is Toxoplasma gondii type related to clinical outcome in human congenital infection? Systematic and critical review. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 2016; 35: 1079–88 CrossRef MEDLINE
10. Herrmann DC, Maksimov P, Hotop A, et al.: Genotyping of samples from German patients with ocular, cerebral and systemic toxoplasmosis reveals a predominance of Toxoplasma gondii type II. Int J Med Microbiol 2014; 304: 911–6 CrossRef MEDLINE
11. Vallochi AL, Muccioli C, Martins MC, Silveira C, Belfort R, Rizzo LV: The genotype of Toxoplasma gondii strains causing ocular toxoplasmosis in humans in Brazil. Am J Ophthalmol 2005; 139: 350–1 CrossRef MEDLINE
12. Meenken C, Rothova A, de Waal LP, van der Horst AR, Mesman BJ, Kijlstra A: HLA typing in congenital toxoplasmosis. Br J Ophthalmol 1995; 79: 494–7 CrossRef MEDLINE PubMed Central
13. Luma HN, Tchaleu BC, Mapoure YN, et al.: Toxoplasma encephalitis in HIV/AIDS patients admitted to the Douala general hospital between 2004 and 2009: a cross sectional study. BMC Res Notes 2013; 6: 146 CrossRef MEDLINE PubMed Central
14. Garweg JG, Scherrer JN, Halberstadt M: Recurrence characteristics in European patients with ocular toxoplasmosis. Br J Ophthalmol 2008; 92: 1253–6 CrossRef MEDLINE
15. El Bissati K, Levigne P, Lykins J, et al.: Global initiative for congenital toxoplasmosis: an observational and international comparative clinical analysis. Emerg Microbes Infect 2018; 7: 165 CrossRef MEDLINE PubMed Central
16. Maenz M, Schlüter D, Liesenfeld O, Schares G, Groß U, Pleyer U: Ocular toxoplasmosis past, present and new aspects of an old disease. Prog Retin Eye Res 2014; 39: 77–106 CrossRef MEDLINE
17. Parlog A, Schluter D, Dunay IR: Toxoplasma gondii-induced neuronal alterations. Parasite Immunol 2015; 37: 159–70 CrossRef MEDLINE
18. Elbez-Rubinstein A, Ajzenberg D, Darde ML, et al.: Congenital toxoplasmosis and reinfection during pregnancy: case report, strain characterization, experimental model of reinfection, and review. J Infect Dis 2009; 199: 280–5 CrossRef MEDLINE
19.Thiebaut R, Leproust S, Chene G, Gilbert R: Effectiveness of prenatal treatment for congenital toxoplasmosis: a meta-analysis of individual patients‘ data. Lancet 2007; 369: 115–22 CrossRef
20. Villena I, Ancelle T, Delmas C, et al.: Congenital toxoplasmosis in France in 2007: first results from a national surveillance system. Euro Surveill 2010; 15 CrossRef MEDLINE
21. de-la-Torre A, Rios-Cadavid AC, Cardozo-Garcia CM, Gomez-Marin JE: Frequency and factors associated with recurrences of ocular toxoplasmosis in a referral centre in Colombia. Br J Ophthalmol 2009; 93: 1001–4 CrossRef MEDLINE
22. Holland GN, Crespi CM, ten Dam-van Loon N, et al.: Analysis of recurrence patterns associated with toxoplasmic retinochoroiditis. Am J Ophthalmol 2008; 145: 1007–13 CrossRef MEDLINE
23. Robert-Gangneux F, Meroni V, Dupont D, et al.: Toxoplasmosis in transplant recipients, Europe, 2010–2014. Emerg Infect Dis 2018; 24: 1497–504 CrossRef MEDLINE PubMed Central
24. Prestes DP, Mendes C, Batista MV, et al.: A case-series of Toxoplasmosis in hematopoietic stem cell transplantation: still a concern for endemic countries. Bone Marrow Transplant. 2018;5:1336–9 CrossRef MEDLINE
25. Mele A, Paterson PJ, Prentice HG, Leoni P, Kibbler CC: Toxoplasmosis in bone marrow transplantation: a report of two cases and systematic review of the literature. Bone Marrow Transplant 2002; 29: 691–8 CrossRef MEDLINE
26. Isa F, Saito K, Huang YT, et al.: Implementation of molecular surveillance after a cluster of fatal toxoplasmosis at 2 neighboring transplant centers. Clin Infect Dis 2016; 63: 565–8 CrossRef MEDLINE PubMed Central
27. Ullmann AJ, Schmidt-Hieber M, Bertz H, et al.: Infectious diseases in allogeneic haematopoietic stem cell transplantation: prevention and prophylaxis strategy guidelines 2016. Ann Hematol 2016; 95: 1435–55 CrossRef MEDLINE PubMed Central
28. Silva AC, Rodrigues BS, Micheletti AM, et al.: Neuropathology of AIDS: an autopsy review of 284 cases from Brazil comparing the findings pre- and post-HAART (Highly Active Antiretroviral Therapy) and pre- and postmortem correlation. AIDS Res Treat 2012; 2012: 186850 CrossRef MEDLINE PubMed Central
29. Ford N, Meintjes G, Calmy A, et al.: Managing advanced HIV disease in a public health approach. Clin Infect Dis 2018; 66: 106–10 CrossRef MEDLINE PubMed Central
30. Dard C, Fricker-Hidalgo H, Brenier-Pinchart MP, Pelloux H: Relevance of and new developments in serology for toxoplasmosis. Trends Parasitol 2016; 32: 492–506 CrossRef
31. Pomares C, Montoya JG: Laboratory diagnosis of congenital toxoplasmosis. J Clin Microbiol 2016; 54: 2448–54 CrossRef MEDLINE PubMed Central
32. Groß U, Lüder CG, Hendgen V, et al.: Comparative immunoglobulin G antibody profiles between mother and child (CGMC test) for early diagnosis of congenital toxoplasmosis. J Clin Microbiol 2000; 38: 3619–22.
33. Chapey E, Wallon M, Debize G, Rabilloud M, Peyron F: Diagnosis of congenital toxoplasmosis by using a whole-blood gamma interferon release assay. J Clin Microbiol 2010; 48: 41–5 CrossRef MEDLINE PubMed Central
34. Prusa AR, Kasper DC, Pollak A, Olischar M, Gleiss A, Hayde M: Amniocentesis for the detection of congenital toxoplasmosis: results from the nationwide Austrian prenatal screening program. Clin Microbiol Infect 2015; 21: 191.e1–8 CrossRef MEDLINE
35. Hotop A, Hlobil H, Groß U: Efficacy of rapid treatment initiation following primary Toxoplasma gondii infection during pregnancy. Clin Infect Dis 2012; 54: 1545–52 CrossRef MEDLINE
36. Villard O, Cimon B, L‘Ollivier C, et al.: Serological diagnosis of Toxoplasma gondii infection: recommendations from the French National Reference Center for Toxoplasmosis. Diagn Microbiol Infect Dis 2016; 84: 22–33 CrossRef MEDLINE
37. Mandelbrot L, Kieffer F, Sitta R, et al.: Prenatal therapy with pyrimethamine + sulfadiazine vs spiramycin to reduce placental transmission of toxoplasmosis: a multicenter, randomized trial. Am J Obstet Gynecol 2018; 219: 386.e1–.e9.
38. Kijlstra A, Jongert E: Toxoplasma-safe meat: close to reality? Trends in Parasitology 2009; 25: 18–22 CrossRef MEDLINE
39. Richtlinien des Gemeinsamen Bundes­aus­schusses über die ärztliche Betreuung während der Schwangerschaft und nach der Entbindung. Bundesanzeiger 2016: 60a. www.g-ba.de/richtlinien/19/
40. Lange AE, Thyrian JR, Wetzka S, et al.: The impact of socioeconomic factors on the efficiency of voluntary toxoplasmosis screening during pregnancy: a population-based study. BMC Pregnancy Childbirth 2016; 16: 197 CrossRef MEDLINE PubMed Central
e1. Cassini A, Colzani E, Pini A, et al.: Impact of infectious diseases on population health using incidence-based disability-adjusted life years (DALYs): results from the Burden of Communicable Diseases in Europe study, European Union and European Economic Area countries, 2009 to 2013. Euro Surveill 2018; 23: 17–00454 CrossRef MEDLINE PubMed Central
e2. Suijkerbuijk AWM, van Gils PF, Bonacic Marinovic AA, et al.: The design of a social cost-benefit analysis of preventive interventions for toxoplasmosis: an example of the One Health approach. Zoonoses Public Health 2018; 65: 185–94 CrossRef MEDLINE
e3. da Silva AJ, Moser M: Toxoplasmosis. Image #3421 i; Centers for Disease Control and Prevention‘s Public Health Image Library 2002. https://phil.cdc.gov/Details.aspx?pid=3421 (last accessed on 19 May 2019).
e4. Bowie WR, King AS, Werker DH, et al.: Outbreak of toxoplasmosis associated with municipal drinking water. The BC Toxoplasma Investigation Team. Lancet 1997; 350: 173–7 CrossRef
e5. Jones JL, Dubey JP: Waterborne toxoplasmosis – recent developments. Exp Parasitol 2010; 124: 10–25 CrossRef MEDLINE
e6. Lass A, Szostakowska B, Korzeniewski K, Karanis P: The first detection of Toxoplasma gondii DNA in environmental air samples using gelatine filters, real-time PCR and loop-mediated isothermal (LAMP) assays: qualitative and quantitative analysis. Parasitology 2017; 144: 1791–801 CrossRef MEDLINE
e7. Robert-Gangneux F, Darde ML: Epidemiology of and diagnostic strategies for toxoplasmosis. Clin Microbiol Rev 2012; 25: 264–96 CrossRef MEDLINE PubMed Central
e8. Bremer v, Bocter N, Rehmet S, Klein G, Breuer T, Ammon A: Consumption, knowledge, and handling of raw meat: a representative cross-sectional survey in Germany, March 2001. J Food Prot 2005; 68: 785–9 CrossRef
e9. Rosner BM, Stark K, Höhle M, Werber D: Risk factors for sporadic Yersinia enterocolitica infections, Germany 2009–2010. Epidemiol Infect 2012; 140: 1738–47 CrossRef MEDLINE
e10. Xiao J, Yolken RH: Strain hypothesis of Toxoplasma gondii infection on the outcome of human diseases. Acta Physiol (Oxf) 2015; 213: 828–45 CrossRef MEDLINE PubMed Central
e11. Gonzalez-Vicent M, Diaz MA, Sevilla J, Madero L: Cerebral toxoplasmosis following etanercept treatment for idiophatic pneumonia syndrome after autologous peripheral blood progenitor cell transplantation (PBPCT). Ann Hematol 2003; 82: 649–53 CrossRef MEDLINE
e12. Lassoued S, Zabraniecki L, Marin F, Billey T: Toxoplasmic chorioretinitis and antitumor necrosis factor treatment in rheumatoid arthritis. Semin Arthritis Rheum 2007; 36: 262–3 CrossRef MEDLINE
e13.Desmonts G, Couvreur J: [Congenital toxoplasmosis. Prospective study of the outcome of pregnancy in 542 women with toxoplasmosis acquired during pregnancy]. Ann Pediatr (Paris) 1984; 31: 805–9.
e14. Vökt CA, Visca E, Tercanli S: Sonographische Befunde bei materno-fetalen Infektionen. Ther Umschau 2008; 65: 667–74 CrossRef MEDLINE
e15. Jakob E, Reuland MS, Mackensen F, et al.: Uveitis subtypes in a German interdisciplinary uveitis center—analysis of 1916 patients. J Rheumatol 2009; 36: 127–36 CrossRef MEDLINE
e16. Butler NJ, Furtado JM, Winthrop KL, Smith JR: Ocular toxoplasmosis II: clinical features, pathology and management. Clin Exp Ophthalmol 2013; 41: 95–108 CrossRef MEDLINE PubMed Central
e17.Demarco AL, Rodrigues Mde L, Figueiredo JF, et al.: Susceptibility to toxoplasmic retinochoroiditis is associated with HLA alleles reported to be implicated with rapid progression to AIDS. Dis Markers 2012; 33: 309–12 CrossRef MEDLINE PubMed Central
e18. Grigg ME, Ganatra J, Boothroyd JC, Margolis TP: Unusual abundance of atypical strains associated with human ocular toxoplasmosis. J Infect Dis 2001; 184: 633–9 CrossRef MEDLINE
e19. Derouin F, Pelloux H: Prevention of toxoplasmosis in transplant patients. Clin Microbiol Infect 2008; 14: 1089–101 CrossRef MEDLINE
e20. Weiss LM, Dubey JP: Toxoplasmosis: a history of clinical observations. Int J Parasitol 2009; 39: 895–901 CrossRef MEDLINE PubMed Central
e21. Holec-Gasior L: Toxoplasma gondii recombinant antigens as tools for serodiagnosis of human toxoplasmosis: current status of studies. Clin Vaccine Immunol 2013; 20: 1343–51 CrossRef MEDLINE PubMed Central
e22.Reiter-Owona I: Laboratory diagnosis of toxoplasmosis – possibilities and limitations. J Lab Med 2005; 29: 439–45 CrossRef
e23. Lebech M, Joynson DH, Seitz HM, et al.: Classification system and case definitions of Toxoplasma gondii infection in immunocompetent pregnant women and their congenitally infected offspring. European Research Network on Congenital Toxoplasmosis. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 1996; 15: 799–805 CrossRef MEDLINE
e24. Romand S, Wallon M, Franck J, Thulliez P, Peyron F, Dumon H: Prenatal diagnosis using polymerase chain reaction on amniotic fluid for congenital toxoplasmosis. Obstet Gynecol 2001; 97: 296–300 CrossRef CrossRef
e25. Connolly MP, Haitsma G, Hernandez AV, Vidal JE: Systematic review and meta-analysis of secondary prophylaxis for prevention of HIV-related toxoplasmic encephalitis relapse using trimethoprim-sulfamethoxazole. Pathog Glob Health 2017; 111: 327–31 CrossRef MEDLINE PubMed Central
e26. Fernandes Felix JP, Cavalcanti Lira RP, Cosimo AB, Cardeal da Costa RL, Nascimento MA, Leite Arieta CE: Trimethoprim-Sulfamethoxazole versus placebo in reducing the risk of toxoplasmic retinochoroiditis recurrences: a three-year follow-up. Am J Ophthalmol 2016; 170: 176–82 CrossRef MEDLINE
e27. Opsteegh M, Kortbeek TM, Havelaar AH, van der Giessen JW: Intervention strategies to reduce human Toxoplasma gondii disease burden. Clin Infect Dis 2015; 60: 101–7 CrossRef MEDLINE
e28. Bundeszentrum für Ernährung: Listeriose und Toxoplasmose – Sicher essen in der Schwangerschaft. 2017. www.ble-medienservice.de/0346/listeriose-und-toxoplasmose-sicher-essen-in-der-schwangerschaft (last accessed on 19 May 2019).
e29. Bundesinstitut für Risikobewertung: Schutz vor Toxoplasmose. Verbrauchertipp 2017. https://mobil.bfr.bund.de/cm/350/verbrauchertipps_schutz_vor_toxoplasmose.pdf (last accessed on 19 May 2019).
e30. Verma R, Khanna P: Development of Toxoplasma gondii vaccine: a global challenge. Hum Vaccin Immunother 2013; 9: 291–3 CrossRef MEDLINE PubMed Central
e31. Kullenberg de Gaudry D, Grede N, Motschall E, Lins S: Analysis of German nutrition brochures for pregnant women with evidence-based patient information criteria. Patient Educ Couns 2015; 98: 207–12 CrossRef MEDLINE
e32. Prusa AR, Kasper DC, Sawers L, Walter E, Hayde M, Stillwaggon E: Congenital toxoplasmosis in Austria: prenatal screening for prevention is cost-saving. PLoS Negl Trop Dis 2017; 11: e0005648 CrossRef MEDLINE PubMed Central
e33.Zylka-Menhorn V. Toxoplasmose-Test Argumente für ein Screening. Dtsch Arztebl 2013; 110: 446 VOLLTEXT
e34. Jokelainen P, Murat JB, Nielsen HV: Direct genetic characterization of Toxoplasma gondii from clinical samples from Denmark: not only genotypes II and III. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 2018; 37: 579–86 CrossRef MEDLINE
e35. Shobab L, Pleyer U, Johnsen J, et al.: Toxoplasma serotype is associated with development of ocular toxoplasmosis. J Infect Dis 2013; 208: 1520–8 CrossRef MEDLINE PubMed Central
e36. Witola WH, Liu SR, Montpetit A, et al.: ALOX12 in human toxoplasmosis. Infect Immun 2014; 82: 2670–9 CrossRef MEDLINE PubMed Central
e37. Witola WH, Mui E, Hargrave A, et al.: NALP1 influences susceptibility to human congenital toxoplasmosis, proinflammatory cytokine response, and fate of Toxoplasma gondii-infected monocytic cells. Infect Immun 2011; 79: 756–66 CrossRef MEDLINE PubMed Central
e38. Jamieson SE, de Roubaix LA, Cortina-Borja M, et al.: Genetic and epigenetic factors at COL2A1 and ABCA4 influence clinical outcome in congenital toxoplasmosis. PLoS One 2008; 3: e2285 CrossRef MEDLINE PubMed Central
e39. Takakura A, Tessler HH, Goldstein DA, et al.: Viral retinitis following intraocular or periocular corticosteroid administration: a case series and comprehensive review of the literature. Ocul Immunol Inflamm 2014; 22: 175–82 CrossRef MEDLINE PubMed Central
e40. Sauer A, Pfaff AW, Villard O, et al.: Interleukin 17A as an effective target for anti-inflammatory and antiparasitic treatment of toxoplasmic uveitis. J Infect Dis 2012; 206: 1319–29 CrossRef MEDLINE
e41. Dutra MS, Bela SR, Peixoto-Rangel AL, et al.: Association of a NOD2 gene polymorphism and T-helper 17 cells with presumed ocular toxoplasmosis. J Infect Dis 2013; 207: 152–63 CrossRef MEDLINE PubMed Central
e42. Albuquerque MC, Aleixo AL, Benchimol EI, et al.: The IFN-gamma +874T/A gene polymorphism is associated with retinochoroiditis toxoplasmosis susceptibility. Mem Inst Oswaldo Cruz 2009; 104: 451–5 CrossRef MEDLINE
e43. Peixe RG, Boechat MS, Rangel AL, Rosa RF, Petzl-Erler ML, Bahia-Oliveira LM: Single nucleotide polymorphisms in the interferon gamma gene are associated with distinct types of retinochoroidal scar lesions presumably caused by Toxoplasma gondii infection. Mem Inst Oswaldo Cruz 2014; 109: 99–107 CrossRef MEDLINE PubMed Central
e44. Naranjo-Galvis CA, de-la-Torre A, Mantilla-Muriel LE, et al.: Genetic polymorphisms in cytokine genes in Colombian patients with ocular toxoplasmosis. Infect Immun 2018; 86 CrossRef MEDLINE PubMed Central
e45. Cordeiro CA, Moreira PR, Andrade MS, et al.: Interleukin-10 gene polymorphism (-1082G/A) is associated with toxoplasmic retinochoroiditis. Invest Ophthalmol Vis Sci 2008; 49: 1979–82 CrossRef MEDLINE
e46. Cordeiro CA, Moreira PR, Bessa TF, et al.: Interleukin-6 gene polymorphism (-174 G/C) is associated with toxoplasmic retinochoroiditis. Acta Ophthalmol 2013; 91: e311–4 CrossRef MEDLINE
e47. Cordeiro CA, Moreira PR, Costa GC, et al.: Interleukin-1 gene polymorphisms and toxoplasmic retinochoroiditis. Mol Vis 2008; 14: 1845–9.
e48. Peixoto-Rangel AL, Miller EN, Castellucci L, et al.: Candidate gene analysis of ocular toxoplasmosis in Brazil: evidence for a role for toll-like receptor 9 (TLR9). Mem Inst Oswaldo Cruz 2009; 104: 1187–90 CrossRef MEDLINE
e49. de Faria Junior GM, Ayo CM, de Oliveira AP, et al.: CCR5 chemokine receptor gene polymorphisms in ocular toxoplasmosis. Acta Trop 2018; 178: 276–80 CrossRef MEDLINE
e50. Jamieson SE, Peixoto-Rangel AL, Hargrave AC, et al.: Evidence for associations between the purinergic receptor P2X(7) (P2RX7) and toxoplasmosis. Genes Immun 2010; 11: 374–83 CrossRef MEDLINE PubMed Central

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