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Molekulargenetische Blutgruppendiagnostik: Grundlagen und klinische Anwendungen

Dtsch Arztebl 2001; 98(6): A-317 / B-253 / C-241

Müller, Thomas H.; Hallensleben, Michael; Schunter, Friedrich; Blasczyk, Rainer

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LNSLNS Zusammenfassung
In der Blutgruppendiagnostik ergänzen mittlerweile molekulargenetische Untersuchungen die Serologie als die zeit- und kosteneffiziente Standardmethodik. Am Beispiel des AB0- und des Rh-Systems als den klinisch bedeutsamsten Blutgruppen werden wesentliche molekularbiologische Grundlagen für diese Diagnostik erläutert. Der molekulargenetische Nachweis von Blutgruppenmerkmalen mittels Polymerasekettenreaktion (PCR) erfordert keine Erythrozyten. Er kann deshalb besonders bei der Pränataldiagnostik, bei schwieriger Serodiagnostik nach Transfusionen oder bei Knochenmarktransplantierten klinisch relevante Informationen liefern. Sorgfältige Validierung und Qualitätssicherung der molekulargenetischen Nachweismethoden sind notwendig, um die Zuverlässigkeit dieser Techniken für den klinischen Einsatz zu garantieren.

Schlüsselwörter: Blutgruppe, Molekulargenetik, Molekularbiologie, Pränataldiagnostik, Massivtransfusion

Summary
DNA-typing of Blood Groups: Principles and Clinical Applications
Meanwhile DNA-typing supplements serotyping for blood group determinations. The molecular biology of the AB0- and the Rhsystems as the clinically most relevant blood groups is outlined. DNA analysis of blood group polymorphisms by polymerase chain reactions (PCR) does not require red blood cells. This approach provides valuable clinical information for prenatal diagnosis, in polytransfused patients or after bone marrow transplantation. Knowledge of the basic limitations,
careful validation and quality assurance are imperative to ensure adequate reliability of these new methods for their clinical use.

Key words: blood groups, DNA-typing, molecular biology, prenatal diagnosis, polytransfusion


Vor hundert Jahren hat der Wiener Pathologe Karl Landsteiner in Agglutinationsversuchen die AB0-Blutgruppenmerkmale entdeckt. Er hat damit die Grundlage für den erfolgreichen klinischen Einsatz der Blutgruppenserologie gelegt und ist 1930 mit dem Nobelpreis ausgezeichnet worden. Die Auswahl verträglicher Blutkomponenten für die Hämotherapie und die Blutgruppenbestimmungen in der Transplantationsmedizin beruhen nach wie vor auf dem serologischen Blutgruppennachweis. Die Gene für fast alle klinisch relevanten Blutgruppenmerkmale sind inzwischen identifiziert (17). Für spezielle Fragestellungen werden bereits molekulargenetische Methoden zur Blutgruppendiagnostik eingesetzt. Das Ziel dieser Übersicht ist es, am Beispiel der klinisch wichtigsten Blutgruppen den molekularbiologischen Hintergrund und die Möglichkeiten der Anwendung molekulargenetischer Blutgruppenuntersuchungen vorzustellen.
AB0-Blutgruppen
Die endständigen Zuckerreste der Kohlenhydratketten von Glykoproteinen und Glykolipiden an der Oberfläche von Zellen und in anderen Kompartimenten bestimmen die individuellen Merkmale im AB0-Blutgruppensystem. Spezifische Glykosyltransferasen, die als membrangebundene Proteine vorzugsweise im Golgi-Apparat lokalisiert sind, katalysieren diese Modifikation (Grafik 1). Die antigenen Eigenschaften im AB0-System werden deshalb nicht direkt vom genetischen Code der die Epitope tragenden Proteine determiniert, sondern durch die genetisch festgelegte Präsenz und Aktivität von Zuckerreste übertragenden Enzymen (Glykosyltransferasen) bestimmt.
Die Übertragung des Substrates N-Acetyl-Galactosamin durch die a1Ô3 N-Acetylgalactosaminyltransferase (kurz: A-Transferase) und von Galactose durch die a1Ô3 Galactosyltransferase (kurz: B-Transferase) führt zu den Blutgruppenmerkmalen A und B (33).
Individuen, die weder über die A- noch über die B-Transferase verfügen, gehören bis auf äußerst seltene Ausnahmen (wie zum Beispiel den Bombay-Phänotyp) zur Blutgruppe 0. Personen, die nur eine der beiden Transferasen bilden, zeigen die Blutgruppe A beziehungsweise B. Menschen, die beide Transferasen aufweisen, besitzen die Blutgruppe AB.
Entsprechend werden die AB0-Merkmale eines Individuums durch die auf Chromosom 9q34 lokalisierten Gene für die A- und B-Transferasen festgelegt (12). Diese Gene bestehen aus sieben Exons mit 1 059 Basenpaaren. Bisher sind 26 Allele der AB0-Transferasen identifiziert (16). Die Gensequenzen von A1-1 und B1-1 als dem häufigstem Allel der A- beziehungsweise der B-Transferase unterscheiden sich nur in sieben Positionen, die mit dem Austausch von vier der insgesamt 353 Aminosäuren einhergehen (34, 35) (Tabelle 1).
Nur in zwei Nukleotiden unterscheidet sich das A2-Allel von dem häufigeren A1-Allel des Gens der A-Transferase: CàT-Substitution in Position 467 und die Deletion eines Nukleotids in Position 1 059, die durch die Verschiebung des Leserasters zu einer um 21 Aminosäuren verlängerten Transferase führt (36) (Tabelle 1). Die Enzymaktivität der A2-Transferase ist deutlich (circa fünf- bis zehnfach) schwächer als die der vom A1-Gen kodierten Transferase. Deshalb erreicht die A-Antigendichte der Erythrozyten bei Individuen mit dem A20- und A2B-Genotyp (serologisch A2 beziehungsweise A2B) im Mittel weniger als 20 Prozent der von Personen mit dem A10- beziehungsweise dem A1B-Genotyp (28).
Personen mit der Blutgruppe 0 bilden keine funktionierende AB0-Transferase. Die meisten Personen mit der Blutgruppe 0 besitzen das 01-Allel des 0-Transferase-Gens. Die Sequenz des 01-Allel entspricht weitgehend dem A1-Allel (33) (Tabelle 1). Allerdings führt die Deletion des Nukleotids in Position 261 zu einem vorzeitigen Stopkodon, sodass ein Protein aus nur 118 Aminosäuren und ohne Glykosyltransferase-Aktivität produziert werden könnte.
Es gibt bislang keinen Hinweis darauf, dass dieses Protein tatsächlich gebildet wird. Im Unterschied zum 01-Allel der 0-Transferase (mit 6 Varianten [25]) beruht die vernachlässigbare Aktivität der Transferase beim 02 -Allel (15, 37) auf dem Austausch einer für die Enzymaktivität kritischen Aminosäure und beim 03-Allel (24) auf einer Insertion, die zu einem um 37 Aminosäuren längeren Produkt führen sollte (Tabelle 1).
AB0-Diagnostik
Die in Tabelle 1 dargestellten Unterschiede in der Nukleotidsequenz der AB0-Gene erlauben den direkten Nachweis der Gene mittels sequenzspezifischer PCR (14, 23, 38). Mit dieser Technik können die AB0-Merkmale eines Individuums zum Beispiel aus der DNA von Zellen eines Mundschleimhautabstrichs auch dann noch erfasst werden, wenn die Aussagekraft serologischer Untersuchungen beeinträchtigt ist. Zu den Anwendungen gehören neben forensischen Fragen zum Beispiel molekulargenetische Blutgruppenbestimmungen
- bei Neugeborenen, da bei ihnen die AB0-Antigenexpression unvollständig entwickelt ist und die Antikörper passiv von der Mutter erworben sein können,
- bei Überlagerung des ursprünglichen Serotyps nach wiederholten oder massiven Transfusionen von Fremderythrozyten (9, 18, 26, 32) oder
- zum Monitoring nach AB0-differenter Knochenmarktransplantation.
Rh-Blutgruppen
Auf dem Chromosom 1 im Bereich 1p34 bis p36 (7) liegen die beiden RH-Gene (RHCE und RHD, Grafik 2) nebeneinander. Sie kodieren die korrespondierenden Proteinen RhCcEe und RhD und definieren somit im Unterschied zu den AB0-Genprodukten direkt die Antigene des Rh-Systems. Die Rh-Polypeptide (jeweils 417 Aminosäuren) werden nicht glykosyliert. Sie sind mit zwölf Abschnitten in die Zellmembran eingebettet (Grafik 2). Sie bilden einen Rh-Komplex (10) aus zwei Rh-Proteinen und zwei Molekülen des Rh-assoziierten Glykoproteins (409 Aminosäuren). Auch wenn die Struktur des Rh-Komplexes eine Funktion als Transporter nahelegt (20), ist die Funktion des Rh-Komplexes bislang nicht geklärt. Rh-Proteine sind nur auf den Erythrozyten und ihren Vorläuferzellen nachzuweisen. Im Wesentlichen unterscheiden wir mit D-positiven und D-negativen Individuen zwei D-Serotypen. Alle Menschen (bis auf extrem seltene Ausnahmen) exprimieren C- oder c- und E- oder e-Antigene auf ihren Erythrozyten.
Die vier häufigeren Allele des RHCE-Gens stimmen in ihren kodierenden Abschnitten fast vollständig überein. Die Nukleotide in Position 307 (T oder C) und in Position 676 (C oder G) legen die Aminosäure in Position 103 (Ser oder Pro) und in Position 226 (Pro oder Ala) fest (Grafik 2). Diese Aminosäuren in den extrazellulären Positionen 103 und 226 haben wesentliche Bedeutung für die serologischen Merkmale C und c beziehungsweise E und e (22). Falls die beiden RHCE-Allele nicht identisch sind (und bis auf andere extrem seltene Ausnahmen), besitzt jeder Mensch zwei verschiedene RhCcEe-Proteine, die vor allem in Abhängigkeit von den Aminosäuren in den Positionen 103 und 226 die Antigene seines CcEe-Phänotyps festlegen.
Das RHD-Gen ähnelt in seinem Aufbau aus zehn Exons weitgehend den RHCE-Genen (Grafik 2) und ist vermutlich durch Genduplikation aus RHce entstanden (2). Die Nukleotidsequenz der Exons des RHD-Gens unterscheidet sich in weniger als zehn Prozent von derjenigen der RHCE-Gene.
Rund 18 Prozent der Europäer sind serologisch D-negativ. Bei fast allen sind die für das RHD-Gen spezifischen Sequenzen im Genom aufgrund einer Deletion nicht nachweisbar (30). Unter Afrikanern (< sieben Prozent) und Asiaten (< ein Prozent) sind D-negative Individuen seltener. Das RHD-Gen ist bei den meisten D-negativen Afrikanern als Pseudogen zu finden (29). Das Produkt des RHD-Gens weicht in 37 der 417 Aminosäuren von dem des Produkts des RHCE-Gens (ce-Allel) ab. Dieser Unterschied könnte die eindrucksvolle Immunogenität des D erklären. Die Immunisierungsrate D-negativer Personen nach Transfusion D-positiver Erythrozyten liegt bei 85 Prozent innerhalb von sechs Monaten (21). Deshalb sollten außer in Notfällen stets D-kompatible Erythrozyten transfundiert werden. Wesentlich schwächer ist die Immunogenität von CE. Weniger als fünf Prozent der ce-Individuen entwickeln Antikörper nach Transfusion C- oder E-positiver Erythrozyten. Deshalb erscheint eine prophylaktische Berücksichtigung der CcEe-Merkmale – wenn überhaupt – nur bei der Hämotherapie von Frauen vor und im gebärfähigen Alter oder bei Patienten mit langfristigem Transfusionsbedarf sinnvoll.
In seltenen Fällen entwickeln D-positive Personen Alloantikörper gegen D. Serologisch wurde dieser überraschende Befund damit erklärt, dass bei diesen als Partial-D-Typen bezeichneten D-Varianten (Tabelle 2) die Antigenstruktur qualitativ verändert ist. Innerhalb der D-Varianten werden von den Partial-D-Typen die Weak-D-Typen (bei 0,2 bis zu 1 Prozent der Europäer) unterschieden, die nur von besonders sensitiven serologischen Tests als D-positiv erfasst werden und für die ursprünglich rein quantitative Verminderungen der Zahl der D-Antigene pro Erythrozyt vermutet wurden.
Molekulargenetische Untersuchungen dieser D-Varianten haben inzwischen gezeigt, dass Punktmutationen sowohl Partial-D- als auch Weak-D-Phänotypen verursachen (3, 31) (Tabelle 3). Bei einigen der Partial-D-Typen sind ein oder mehrere Exons des RHD-Gens gegen die korrespondierenden Segmente eines RHCE-Gens ausgetauscht, sodass RhD-CE-D-Fusionsproteine gebildet werden (3, 27) (Grafik 3, Tabelle 3). In diesen Fusionsproteinen fehlen Epitope des kompletten RhD-Proteins. Deshalb können Individuen mit derartigen Partial-D-Typen (zum Beispiel mit der klinisch bedeutsamsten D-Kategorie VI [DVI]) durch Transfusion von Erythrozyten mit dem kompletten RhD-Protein immunisiert werden.
Aufgrund dieser Problematik schreiben die Richtlinien zur Blutgruppenbestimmung und Bluttransfusion vor, dass zur serologischen D-Bestimmung bei Patienten stets zwei unterschiedliche Antikörper eingesetzt werden müssen, die beide das RhD-CE-D-Protein der Erythrozyten von DVI-Individuen nicht erkennen dürfen. Dies Vorgehen stellt sicher, dass zumindest DVI-Patienten als D-negativ typisiert und mit D-negativem Blut versorgt werden.
Die molekulargenetischen Befunde in Tabelle 3 zeigen, dass die molekulare Grundlage für Weak-D- und Partial-D-Typen zum Teil übereinstimmt. Die Aminosäuresubstitutionen bei Weak-D-Typen sind auf intrazelluläre und Membranabschnitte des RhD-Proteins beschränkt. Dennoch können D-Alloimmunisierungen auch bei Personen mit einem der Weak-D-Typen grundsätzlich nicht ausgeschlossen werden. Es bleibt somit die wichtige Aufgabe, das Immunsierungspotenzial der molekulargenetisch charakterisierten D-Varianten konsequent zu erfassen, um die D-Varianten anhand dieser klinisch relevanten Qualität langfristig überzeugender zu klassifizieren.
RH-Nachweis
Die derzeit klinisch bedeutsamste Anwendung der molekulargenetischen Blutgruppenuntersuchung (13) ist die pränatale RH-Bestimmung. Ungefähr der Hälfte aller Fälle einer Alloimmunisierung der Mutter durch fetale Blutgruppenantigene beruhen auf einer D-Inkompatibilität. Frühzeitige zuverlässige Information über den DCE-Status des Kindes hilft, potenziell DCE-inkompatibler Riskoschwangerschaften optimal zu betreuen.
Eine serologische Untersuchung der fetalen Zellen erfordert die Entnahme einer Blutprobe aus der Nabelschnur. Dieser Eingriff ist jedoch riskanter als eine Amniozentese oder Chorionzottenentnahme und birgt die Gefahr einer (verstärkten) Immunisierung der Mutter. Seit 1993 werden deshalb PCR-Untersuchungen zum Nachweis der RH-Gene in der aus fetalen Zellen isolierten DNA eingesetzt (4). In Anbetracht der komplexen Molekulargenetik seltener D-Varianten ist es notwendig, mehrere Abschnitte des RHD-Gens mit der PCR zu untersuchen (8). Unter Beachtung dieser Problematik und bei angemessener Präanalytik kann das erfahrene Labor den RH-Status zuverlässig ermitteln. Erste in Europa durchgeführte Ringversuche zur molekulargenetischen RH-Diagnostik belegen sehr geringe Fehlerraten (6). Bei Eltern mit nichteuropäischer Abstammung schränken nichtexprimierte RHD-Gene die Aussagekraft dieser Diagnostik stark ein.
Neuere Ergebnisse lassen erwarten, dass in Zukunft auch peripheres Blut der Mutter (11, 19) oder Zervixabstriche (1) zur Isolierung fetaler DNA eingesetzt werden. Die aus wenigen Zellen extrahierte DNA-Menge genügt für die Untersuchung mit hochempfindlichen PCR-Methoden, wie nested PCR oder TaqMan-PCR mit fluoreszierenden Sonden (19). Negative Ergebnisse bei diesem nichtinvasiven Vorgehen sind bisher jedoch nicht eindeutig zu bewerten, da offen bleibt, ob die Probe überhaupt fetale DNA enthielt und inwieweit sie durch fetale Zellen aus früheren Schwangerschaften (5) kontaminiert ist.
Ausblick
Molekulargenetische Untersuchungen haben unser Verständnis von Blutgruppen wesentlich erweitert. Erste klinische Anwendungen der molekulargenetischen Blutgruppendiagnostik belegen ihre faszinierende Leistungsfähigkeit insbesondere für die pränatale Medizin. Die Komplexität der Blutgruppensysteme verdeutlicht gleichzeitig die hohen Ansprüche für die valide Beurteilung der Ergebnisse und die Grenzen molekulargenetischer Diagnostik. Die Kosten und der Aufwand für diese Diagnostik liegen zurzeit noch deutlich über denen der Serologie. Dennoch erwarten wir, dass sich in der transfusionsmedizinischen Routine neben der virologischen und der immungenetischen Diagnostik langfristig auch die Immunhämatologie molekulargenetischer Techniken bedienen wird.

Die Autoren danken für die Zusammenarbeit den Kollegen Dres. W.A. Flegel, C. Gassner und F.F. Wagner und allen Mitgliedern der Arbeitsgruppe PCR der Sektion Immunhämatologie und Gentechnik der Deutschen Gesellschaft für Transfusionsmedizin und Immunhämatologie.

zZitierweise dieses Beitrags:
Dt Ärztebl 2001; 98: A 317–322 [Heft 6]

Die Zahlen in Klammern beziehen sich auf das Literaturverzeichnis, das über den Sonderdruck beim Verfasser und über das Internet (www.aerzteblatt.de) erhältlich ist.

Anschrift für die Verfasser:
Prof. Dr. med. Rainer Blasczyk
Abteilung für Transfusionsmedizin
Medizinische Hochschule Hannover
Carl-Neuberg-Staße 1
30625 Hannover


1 Abteilung für Transfusionsmedizin (Leiter: Prof. Dr. med. Rainer Blasczyk) der Medizinischen Hochschule Hannover
2 Institut Oldenburg, DRK-Blutspendedienst NSOB (Niedersachsen, Sachsen-Anhalt, Oldenburg, Bremen)


Genetische Kontrolle der AB0-Blutgruppen. Es wird der Informationsfluss von den AB0-Genen mit sieben Exons über die Glykosyltransferasen zu den AB-Antigenen gezeigt. Die Präsenz des A-, B- oder 0-Gens im Chromosom 9 entscheidet, welches der die Zuckerreste übertragenden Enzyme gebildet wird. Erst im zweiten Schritt entsteht dann mithilfe des Enzyms (Genprodukt) das A- oder B-Antigen. Bei Personen der Blutgruppe 0 fehlen sowohl die A- als auch die B-Transferase, sodass weder A- noch B-Antigene gebildet werden können. Diese indirekte Festlegung der Antigene durch die Gene unterscheidet das AB0- von den meisten anderen Blutgruppensystemen, bei denen, wie in Grafik 2 für Rh-Antigene gezeigt, das Gen direkt das Antigen kodiert. Die molekulargenetische Analyse erlaubt anhand der in Tabelle 1 zusammengestellten Sequenzunterschiede der AB0-Gene sogar dann die AB0-Blutgruppen zu ermitteln, wenn antigentragendes Material nicht zur Verfügung steht, oder, wie beim Neugeborenen, die Antigene noch nicht vollständig entwickelt sind.



´Tabelle 1
Polymorphismus des AB0-Gens: Nukleotidsubstitutionen in Exons 6 und 7
Exon 6 7
Nukleotid- 261 297 467 526 564 579 641 646 657 669 681 703 721 771 796 802 803 829 871 930 1054 1059
position
Blut-
gruppe A
A 1-1 G A C C C T T T C G G G C C C G G G G G C C
  A 1-2 T
  A 1-3 T T
  A 1-4 G
A 2 T del
A 3 A
A x A
A Str G
A el Insertion
798/804
cis AB T C
Blut-
gruppe B
B 1-1 G G T A A C A
  B 1-2 G G T A A C
  B1-3 G G A A C A
B (A) G G A C A
B 3 G G T A A C A T
B x G G T A A C A A
B el G G G T A A C A
Blut-
gruppe 0
0 1 del
  0 1v-1 del G A A T A
  0 1v-2 del C
  0 1v-3 del G
  01v-4 del A A T A
  01v-5 del G A A T T A
  01v-6 del G A T A
0 2 G G A
0 3 T Insertion
798/804
Amino- Pro Arg Met Phe Glu Gly Arg Leu Gly Gly Asp Arg
säure- vor- –> –> –> –> –> –> –> –> –> –> –> –> um um
austausch zeiti- Leu Gly Arg Ile Asp Ser Trp Met Arg Ala Asn Trp 21AS 37AS
ger verlängert
Stop
* Die zweite Zeile beschreibt die Nukleotidpositionen in der mRNA, die letzte Zeile den durch den Nukleotidaustausch im Vergleich zum Referenzallel A 1-1 verursachten Aminosäureaustausch. Ein großer Teil der
Nukleotidvariationen führt zu keinem Aminosäureaustausch (synonyme Mutationen). del, Deletion; As, Aminosäure


Genetische Kontrolle der Rh-Blutgruppen. Die im Chromosom 1 benachbarten RH-Gene mit jeweils zehn Exons legen direkt die Aminosäuresequenz der mit zwölf Abschnitten in die Erythrozytenmembran integrierten RhCcEe- und RhD-Proteine fest. Die Aminosäuren in den extrazellulären Positionen 103 und 226 des RhCcEe-Proteins bestimmen wesentlich die CcEe-Antigenmerkmale. Das RhD-Protein, als der Träger der D-Antigene, unterscheidet sich in circa 37 seiner 417 Aminosäuren (die zur Vereinfachung nicht einzeln, sondern durch die Farbunterschiede des Gesamtproteins dargestellt sind) von den RhCcEe-Proteinen. Bei D-negativen Europäern fehlt (bis auf seltene Ausnahmen) das RHD-Gen (30). Die molekulargenetische Analyse bietet deshalb eine elegante und zuverlässige Methode, anhand des RHD-Gennachweises das zu erwartende D-Antigen bereits pränatal anhand der DNA zu ermitteln.


RHD-CE-D-Hybridgen als molekulare Grundlage einer D-Variante (Partial-D-Phänotyp). Der Austausch der Exons 4 bis 6 des RHD-Gens durch die entsprechenden Exons eines RHCE-Gens (siehe Grafik 2) bei der D-Kategorie VI (DVI) liefert ein Fusionsprotein (die rote Linie entspricht den Abschnitten des RhD-Proteins, die schwarze einem Abschnitt eines RhCcEe-Proteins). Dem Fusionsprotein fehlen mehrere Epitope des vollständigen RhD-Proteins. Deshalb können Individuen mit derartigen D-Varianten im Rahmen einer Schwangerschaft oder nach Transfusion D-positiver Erythrozyten immunisiert werden und D-Alloantikörper gegen fehlende Epitope entwickeln. Um diese Komplikation zu verhindern, schreiben die Richtlinien zur Blutgruppenbestimmung und Bluttransfusion vor, dass zur serologischen D-Bestimmung bei Patienten stets zwei unterschiedliche Antikörper eingesetzt werden müssen, die beide das RhD-CE-D-Fusionsprotein der Erythrozyten von DVI-Individuen nicht erkennen dürfen. Dank dieser Strategie werden DVI-Individuen als „D-negativ“ typisiert, sodass sie keine D-positiven Erythrozyten- haltigen Konserven empfangen und eine D-Immunisierung vermieden wird.


´Tabelle 2
Serologische Klassifikation von RhD-Varianten
Phänotyp Beispiele molekularer Mechanismus*1
Partial D
  D-Kategorien D-Kategorien: Typ II bis VII Hybridgene*2, Punktmutation(en)
  andere partial D-Typen DFR, DHMi, DNU und andere Hybridgene*2, Punktmutation(en)
Weak D Weak D: Typ 1 bis 22 Punktmutation(en)
*1 siehe Tabelle 3, *2 siehe Grafik 3


´Tabelle 3
Molekulare Grundlage ausgewählter D-Varianten
DNA-Typ RhD-Phänotyp D-Serotyp
Hybridgene
RHD-CE (Exonbereich)-D
   D-CE(3)-D — DIIIc
   D-CE(3, 4, 5, 6)-D — DVI, Typ III
   D-CE(4)-D — DFR Typ I
   D-CE(4, 5)-D — DVI Typ I
   D-CE(4, 5, 6)-D — DVI Typ II
   D-CE(5)-D — DVa Typ II
   D-CE(5, 6, 7)-D — DBT Typ I
Punktmutationen
Nukleotidsubstitution Aminosäuresubstitution
in Position in Position
C   8 G Ser   3 Cys weak D Typ 3
T  329 C Leu 110 Pro DVII
A  497 C His 166 Pro DFW
G  686 A Arg 229 Lys DHR
T  809 G Val 270 Gly weak D Typ 1
C  848 T Thr 283 Ile DHMi
G 1057 A Gly 353 Arg DNU
C 1061 A Ala 354 Asp DII
G 1063 A Gly 355 Ser DNB
G 1154 C Gly 385 Ala weak D Typ 2
Zur besseren Übersicht werden nur Beispiele von D-Varianten, die durch Hybridgene und singuläre Punktmutationen verursacht werden, gezeigt. Einige D-Varianten (zum Beispiel DIIIa und weak D Typ 4) werden auch durch multiple Punktmutationen verursacht. Bei einigen der Partial-D-Typen sind ein oder mehrere Exons des RHD-Gens gegen die korrespondierenden Segmente eines RHCE-Gens ausgetauscht (Hybridgene), sodass RhD-CE-D-Fusionsproteine gebildet werden (Grafik 3). In diesen Fusionsproteinen fehlen Epitope des kompletten RhD-Proteins. Deshalb können Individuen mit derartigen Partial-D-Typen (zum Beispiel mit der klinisch bedeutsamen D-Kategorie VI [DVI]) durch Transfusion von Erythrozyten mit dem kompletten D-Protein immunisiert werden. Die Liste der Beispiele für Punktmutationen zeigt, dass die molekulare Grundlage für Weak-D- und Partial-D-Typen zum Teil übereinstimmt. Die Aminosäuresubstitutionen bei Weak-D-Typen sind jedoch auf intrazelluläre und Membranabschnitte des RhD-Proteins beschränkt. Dennoch können D-Alloimmunisierungen auch bei Personen mit einem der Weak-D-Typen grundsätzlich nicht ausgeschlossen werden.
 1. Adinolfi M, Sherlock J, Kemp T et al.: Prenatal detection of fetal RhD DNA sequences in transcervical samples. Lancet 1995; 345: 318–319.
 2. Apoil P, Blancher A: Sequences and evolution of mammalian RH gene transcripts and proteins. Immunogenetics 1999; 49: 15–25.
 3. Avent ND, Reid ME: The Rh blood group system: a review. Blood 2000; 95: 375–387.
 4. Bennett PR, Le Van Kim C, Colin Y et al.: Prenatal determination of fetal RhD type by DNA amplification. N Engl J Med 1993; 329: 607–610.
 5. Bianchi DW, Zickwolf GK, Weil GJ, Sylvester S, DeMaria MA: Male fetal progenitor cells persist in maternal blood for as long as 27 years postpartum. Proc Natl Acad Sci U S A 1996; 93: 705–708.
 6. Carl B, Kroll H, Bux J, Bein G, Santoso S: Recent development for standardization in molecular diagnosis of blood group antigens. Transfusionsmed Infusionsth 1999; 26: 63 (suppl. 1).
 7. Cherif-Zahar B, Mattei MG, Le Van Kim C, Bailly P, Cartron JP, Colin Y: Localization of the human Rh blood group gene structure to chromosome region 1p34.3-1p36.1 by in situ hybridization. Hum Genet 1991; 86: 398–400.
 8. Denomme GA, Akoury H, Sermer M, Kelton JG: RhD status of a fetus at risk for haemolytic disease with a discrepant maternal DNA-based RhD genotype. Prenat Diagn 1999; 19: 424–427.
 9. Eshleman JR, Shakin-Eshleman SH, Church A, Kant JA, Spitalnik SL: DNA typing of the human MN and Ss blood group antigens in amniotic fluid and following massive transfusion. Am J Clin Pathol 1995; 103: 353–357.
10. Eyers SA, Ridgwell K, Mawby WJ, Tanner MJ: Topology and organization of human Rh (rhesus) blood group-related polypeptides. J Biol Chem 1994; 269: 6417–6423.
11. Faas BH, Beuling EA, Christiaens GC, von dem Borne AE, van der Schoot CE: Detection of fetal RHD-specific sequences in maternal plasma. Lancet 1998; 352: 1196.
12. Ferguson-Smith MA, Aitken DA, Turleau C, de Grouchy J: Localisation of the human ABO: Np-1: AK-1 linkage group by regional assignment of AK-1 to 9q34. Hum Genet 1976; 34: 35–43.
13. Flegel WA, Wagner FF, Müller TH, Gassner C: Rh phenotype prediction by DNA typing and its application to practice. Transfus Med 1998; 8: 281–302.
14. Gassner C, Schmarda A, Nussbaumer W, Schönitzer D: ABO glycosyltransferase genotyping by polymerase chain reaction using sequence-specific primers. Blood 1996; 88: 1852–1856.
15. Grunnet N, Steffensen R, Bennett EP, Clausen H: Evaluation of histo-blood group ABO genotyping in a Danish population: frequency of a novel O allele defined as O2. Vox Sang 1994; 67: 210–215.
16. Hallensleben M, Heuft HG, Blasczyk R: Molecular screening of the ABO-glycosyltransferase gene by primer walking. Transfusionsmed Infusionsth 1999; 26: 29 (suppl. 1).
17. Issitt PD, Anstee DJ: Applied blood group serology. Durham, NC: Montgomery Scientific Publications 1998.
18. Legler TJ, Eber SW, Lakomek M et al.: Application of RHD and RHCE genotyping for correct blood group determination in chronically transfused patients. Transfusion 1999; 39: 852–855.
19. Lo YM, Hjelm NM, Fidler C et al.: Prenatal diagnosis of fetal RhD status by molecular analysis of maternal plasma . N Engl J Med 1998; 339: 1734–1738.
20. Marini AM, Urrestarazu A, Beauwens R, Andre B: The Rh (rhesus) blood group polypeptides are related to NH4+ transporters. Trends Biochem Sci 1997; 22: 460–461.
21. Mollison PL, Engelfriet CP, Contreras M: Blood transfusion in clinical medicine.London: Blackwell Science 1997.
22. Mouro I, Colin Y, Cherif-Zahar B, Cartron JP, Le Van Kim C: Molecular genetic basis of the human Rhesus blood group system. Nat Genet 1993; 5: 62–65.
23. Olsson ML, Chester MA: A rapid and simple ABO genotype screening method using a novel B/O2 versus A/O2 discriminating nucleotide substitution at the ABO locus. Vox Sang 1995; 69: 242–247.
24. Olsson ML, Chester MA: Evidence for a new type of O allele at the ABO locus, due to a combination of the A2 nucleotide deletion and the Ael nucleotide insertion. Vox Sang 1996; 71: 113–117.
25. Olsson ML, Santos SE, Guerreiro JF, Zago MA, Chester MA: Heterogeneity of the O alleles at the blood group ABO locus in Amerindians. Vox Sang 1998; 74: 46–50.
26. Reid ME, Rios M, Powell VI, Charles-Pierre D, Malavade V: DNA from blood samples can be used to genotype patients who have recently received a transfusion. Transfusion 2000; 40: 48–53.
27. Rouillac C, Colin Y, Hughes-Jones NC et al.: Transcript analysis of D category phenotypes predicts hybrid Rh D-CE-D proteins associated with alteration of D epitopes. Blood 1995; 85: 2937–2944.
28. Schachter H, Michaels MA: A quantitative difference in the activity of blood group A-specific N-acetylgalactosaminyltransferase in serum from A 1 and A 2 human subjects. Biochem Biophys Res Commun 1971; 45: 1011–1018.
29. Singleton BK, Green CA, Avent ND et al.: The presence of an RHD pseudogene containing a 37 base pair duplication and a nonsense mutation in africans with the Rh D-negative blood group phenotype. Blood 2000; 95: 12–18.
30. Wagner FF, Flegel WA: RHD gene deletion occured in the Rhesus box. Blood 2000; 95: 3662–3668.
31. Wagner FF, Gassner C, Müller TH, Schönitzer D, Schunter F, Flegel WA: Molecular basis of weak D phenotypes. Blood 1999; 93: 385–393.
32. Wenk RE, Chiafari PA: DNA typing of recipient blood after massive transfusion. Transfusion 1997; 37: 1108–1110.
33. Yamamoto F, Clausen H, White T, Marken J, Hakomori S: Molecular genetic basis of the histo-blood group ABO system. Nature 1990; 345: 229–233.
34. Yamamoto F, Hakomori S: Sugar-nucleotide donor specificity of histo-blood group A and B transferases is based on amino acid substitutions. J Biol Chem 1990; 265: 19257–19262.
35. Yamamoto F, Marken J, Tsuji T, White T, Clausen H, Hakomori S: Cloning and characterization of DNA complementary to human UDP-GalNAc: Fuc alpha 1–2Gal alpha 1–3GalNAc transferase (histo-blood group A transferase) mRNA. J Biol Chem 1990; 265: 1146–1151.
36. Yamamoto F, McNeill PD, Hakomori S: Human histo-blood group A2 transferase coded by A2 allele, one of the A subtypes, is characterized by a single base deletion in the coding sequence, which results in an additional domain at the carboxyl terminal. Biochem Biophys Res Commun 1992; 187: 366–374.
37. Yamamoto F, McNeill PD, Yamamoto M, Hakomori S, Bromilow IM, Duguid JK: Molecular genetic analysis of the ABO blood group system: 4. Another type of O allele. Vox Sang 1993; 64: 175–178.
38. Yip SP: Single-tube multiplex PCR-SSCP analysis distinguishes 7 common ABO alleles and readily identifies new alleles. Blood 2000; 95: 1487–1492.

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